PRMT1和PRMT4通过sirt1依赖和sirt1独立的方式调节氧化应激诱导的视网膜色素上皮细胞损伤

摘要

氧化应激诱导的视网膜色素上皮(RPE)细胞损伤参与了糖尿病视网膜病变的进展。由蛋白精氨酸甲基转移酶(PRMTs)催化的精氨酸甲基化已成为涉及多种疾病的重要组蛋白修饰。Sirtuin (SIRT1)是一种与代谢性疾病发病有关的蛋白去乙酰化酶。因此，我们研究了I型PRMTs在H₂O₂全身的氧化应激。H₂O₂治疗后PRMT1和PRMT4表达增加，但SIRT1表达减少。类似于H₂O₂PRMT1或PRMT4过表达增加了RPE细胞损伤。此外,H₂O₂-诱导的RPE细胞损伤可通过PRMT1或PRMT4敲低和SIRT1过表达而减弱。在本研究中，我们发现SIRT1的表达受PRMT1调控，而不受PRMT4调控。最后，我们发现在链脲佐菌素处理的大鼠RPE层中PRMT1和PRMT4的表达增加。综上所述，我们证明了氧化应激通过sirt1依赖的PRMT1和sirt1独立的PRMT4诱导细胞凋亡。抑制I型PRMTs，特别是PRMT1和PRMT4的表达，增加SIRT1可能是糖尿病视网膜病变的治疗方法。

1.介绍

糖尿病性视网膜病变是致盲的主要原因。氧化应激介导的血视网膜屏障(BRB)的破坏与糖尿病视网膜病变的进展有关[1，2]．视网膜色素上皮(RPE)细胞是外部BRB的重要组成部分，易受氧化应激的影响[3.]．然而，氧化应激诱导RPE细胞损伤的分子机制尚不完全清楚。

蛋白质精氨酸甲基转移酶(PRMTs)催化组蛋白和非组蛋白精氨酸残基的甲基化。哺乳动物有9种PRMTs，根据它们的甲基化方式可分为3种类型。1型PRMTs (PRMT1, PRMT2, PRMT3, PRMT4, PRMT6，和PRMT8)催化精氨酸残基的不对称二甲基化，而II型PRMTs (PRMT5和PRMT9)催化对称二甲基化，III型PRMTs (PRMT7)催化单甲基化[4]．PRMT1被认为参与了糖尿病视网膜病变，因为在链脲佐菌素处理过的大鼠和高糖处理过的牛视网膜毛细血管内皮细胞的视网膜中，活性氧(ROS)的生成增加了PRMT1的表达，而活性氧是内部BRB的关键成分[5]．然而，RPE细胞中氧化应激对PRMTs的调控机制尚未阐明。

Sirtuin (SIRT1)是酵母Sir2 (Silent Information Regulator 2)的哺乳动物同源物，是一种依赖于nad的组蛋白去乙酰化酶，可调节多种生理和病理生理过程，如衰老、昼夜节律、自噬和凋亡[6]．在RPE细胞中，紫外光引起的SIRT1表达减少与RPE细胞损伤有关[7]．白藜芦醇治疗RPE细胞，可增加SIRT1活性，抑制炎症细胞因子诱导的血管内皮生长因子(VEGF)分泌，这与年龄相关性黄斑变性(AMD)有关[8]．这些报告表明，SIRT1可以防止RPE细胞失调。然而，RPE细胞中调控SIRT1的机制尚未得到研究。

在本研究中，我们评估了I型PRMT和SIRT1在过氧化氢(H₂O₂-)诱导氧化应激，并证明氧化应激诱导的PRMT1表达通过下调SIRT1增加RPE细胞凋亡，而PRMT4不依赖于SIRT1表达。

2.材料和方法

2．1．材料

Dulbecco 's Modified Eagle 's Medium (DMEM)、Ham 's nutrition mixture F-12和胎牛血清(FBS)均购自Life Technologies公司(Gibco BRL, Grand Island, NY, USA)。过氧化氢是从Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA)获得的。PRMT1抗体(#2449)、PRMT4抗体(#4438)、PARP1抗体(#9532)和Caspase-3抗体(#9662)均购自Cell Signaling Technology (Beverly, MA, USA)。SIRT1抗体(sc-15404)和β-actin抗体(sc-1616)购自Santa Cruz Biotechnology (CA, USA)。HA抗体(MMS-101R)来自Covance (WI, USA)。PRMT3抗体由Mark T. Bedford (University of Texas, m.d. Anderson Cancer Center, Smithville, TX)好心提供。所有试剂均为市售最高纯度。

2．2．细胞培养

人RPE细胞系ARPE-19取自美国型培养物(ATCC, Rockville, MD, USA)。ARPE-19细胞在添加了10%胎牛血清(FBS)的DMEM/Ham的F-12(1:1)中生长，温度为37℃，CO浓度为5%₂在空气中。ARPE-19细胞株每周传代1次(分裂比1:6)。细胞在DMEM/Ham的F-12培养皿中生长，在37℃条件下，用15mm HEPES缓冲液、10%胎牛血清、5.5 mm葡萄糖、0.35%额外的碳酸氢钠、2.5 mm l -谷氨酰胺和1%青霉素/链霉素在60 mm培养皿中融合。媒体每隔一天就换一次。在实验结束时，将传代细胞进行培养皿培养，以获得接近融合的培养物。

2．3.MTT试验

ARPE-19细胞在含有10%胎牛血清的DMEM/Ham的F-12(1:1)培养基中培养。处理后，用500μg/mL的3-(4,5- dimethyssl -thiazol-2-yl)-2,5-二苯基溴化四唑(MTT;Sigma)，在CO中孵育3小时₂孵化器。具有功能线粒体琥珀酸脱氢酶的细胞可将MTT转化为福玛氮。形成的福玛赞晶体溶解在DMSO (Sigma)中，用ELx808微版分光光度计读数仪在纳米(BioTek)。

２.４.西方墨点法

Western blot分析方法参照前面介绍的方法[9]．用各种抗体检测转移膜。荧光图像分析仪(ImageQuant LAS 4000, GE Healthcare, UK)使用Amersham ECL Western Blotting检测试剂(GE Healthcare, UK)对条带进行可视化。

2．5．质粒和DNA转染

Flag、Flag- sirt1和Flag- sirt1 H363Y质片由韩国全南大学生物科学与技术学院的huengsik Choi博士提供。HA, HA- prmt1, HA- prmt4由Fukamizu A博士(Tsukuba Advanced Research Alliance, University of Tsukuba, Japan)提供。根据制造商的说明书，使用PolyExpress转染试剂(Excellgen, Gaithersburg, MD, USA)将质粒转染到ARPE-19细胞中。

2．6．核转染

PRMT1的siRNA (sc-41069;Santa Cruz Biotechnology, Santa Cruz, CA, USA)， PRMT4 (sc-44875;Santa Cruz Biotechnology)和scramble siRNA (Qiagen, Hilden, Germany)用于沉默内源性PRMT1和PRMT4表达。按照制造商的说明，使用Lipofectamine RNAiMAX试剂(Invitrogen公司，卡尔斯巴德，CA，美国)在反向转染后转染每个siRNA (30 nM)。

2.7。动物实验

10周龄雄性SD大鼠()腹腔注射链脲佐菌素(55 mg/kg)，溶解于0.1 M、pH 4.5的新鲜柠檬酸缓冲液中。控制大鼠()注射柠檬酸缓冲液。注射STZ后第3天，空腹过夜后用Accu-Chek Aviva(罗氏，瑞士)测定血糖水平。血糖水平为300 mg/dL或更高的大鼠视为糖尿病。2周后，将大鼠麻醉并摘除眼球，用CO处死，制备冷冻切片₂吸入。所有动物实验均按照国家卫生研究院动物研究标准进行。协议得到了全南大学实验动物研究中心的批准。

2.8。免疫组化(IHC)和数字图像分析

在4°C下，用4%多聚甲醛磷酸盐缓冲盐水(PBS, pH 7.4)固定眼球2小时。眼球在OCT复合物中冷冻(Cellpath, Hemel Hempstead，英国)。视网膜冷冻切片(10μM)切断视神经头。用预冷(−20°C)丙酮固定10分钟。待丙酮蒸发后，根据vecastain ABC试剂盒(Vector Labs;pk - 6101)。简单地说，内源性过氧化物酶活性被0.3% H淬灭₂O₂然后用山羊血清阻断切片20 min，然后用PRMT1抗体(稀释1:20 0)或PRMT4抗体(稀释1:30 0)探针检测切片60 min。PBS洗涤后，切片用生物素化二抗孵育30分钟，再用ABC试剂孵育30分钟。轻拍(向量实验室;SK-4100)作为过氧化物酶底物溶液。苏木精染色反染色。使用BX-40仪器(Olympus, Tokyo, Japan)和excopx3数码相机(DIXI Optics, Daejeon, South Korea)观察免疫组化染色切片。采用半自动分析方法对免疫组化图像进行定量分析。使用imageJ将纯DAB图像与IHC图像进行反卷积。对纯DAB图像的像素强度进行分析，直方图范围为0 ~ 255。像素值越低表示DAB的正信号越高。 The pixel values were mainly spread from 111 to 200. The values between 111 and 140 were considered as high positive, 141–170 were positive, and 171–200 were low positive.

2.9。统计分析

结果用平均值±SEM表示。数值是3或4个独立实验的平均值±SEM。所有实验均采用方差分析(ANOVA)进行分析。一个值< 0.05被认为是显著的。

3.结果

3．1.H₂O₂增加PRMT1和PRMT4表达，降低SIRT1表达

以人视网膜色素上皮细胞(ARPE-19细胞)为研究对象，用250 μ g / ml (250 μ g / ml)诱导氧化应激μM H₂O₂．正如所料,H₂O₂处理降低了细胞活力，增加了PARP1和caspase-3的切割，这与RPE细胞凋亡有关(图)1(一)和1 (b))[10]．此外,H₂O₂处理增加了PRMT1和PRMT4的表达，降低了SIRT1的表达，而PRMT3的表达不变(图)1 (b)）.

3．2．SIRT1过表达可降低氧化应激诱导的RPE细胞凋亡

当H₂O₂治疗降低了SIRT1表达，我们推测氧化应激诱导的RPE细胞损伤是由SIRT1调控的。为了证实这一点，我们先用空载体或SIRT1转染ARPE-19细胞，然后用H₂O₂．SIRT1过表达可恢复H₂O₂治疗(图2(一个)）.此外，SIRT1过表达减弱了PARP1和caspase-3的剪切增加(图)2 (b)）.然而，SIRT1 H363Y是一种酶死突变体，由于组氨酸363转化为酪氨酸而缺乏去乙酰化酶活性[11，没有恢复细胞活力或减弱PARP1和caspase-3的切割(图)2(一个)和2 (b)）.SIRT1或SIRT1 H363Y过表达不影响氧化应激下PRMT1或PRMT4的表达(图)2 (b)）.

3．3.PRMT1或PRMT4过表达增加RPE细胞凋亡，PRMT1过表达降低SIRT1表达

H₂O₂处理增加了PRMT1和PRMT4的表达(图1 (b)）.为了确定PRMT1或PRMT4增加对RPE细胞凋亡的影响，我们用HA、HA-PRMT1或HA-PRMT4转染ARPE-19细胞。PRMT1过表达降低了细胞活力和SIRT1表达(图)3(一个)和3 (b)）.此外，PRMT1过表达增加了PARP1和caspase-3的切割(图)3 (b)）.PRMT4过表达也降低了细胞活力，增加了PARP1和caspase-3的切割，但没有改变SIRT1的表达(图)3 (c)和3 (d)）.

3．4．PRMT1或PRMT4敲低可减轻氧化应激诱导的RPE细胞损伤，PRMT1表达可调节SIRT1表达

为了证实这些发现，通过siRNA转染抑制PRMT1或PRMT4的表达(图)4(一)）.PRMT1或PRMT4基因敲除使H₂O₂-诱导的细胞活力下降(图4 (b)）.此外，PRMT1或PRMT4的敲低减弱了PARP1和caspase-3的剪切增加(图)4 (c)）.H₂O₂-诱导的SIRT1下调可通过PRMT1敲低而非PRMT4敲低恢复(图)4 (c)）.

3．5．链脲佐菌素处理大鼠RPE层中PRMT1和PRMT4表达增加

证实PRMT1和PRMT4表达增加在活的有机体内，我们制造了带有链脲佐菌素- (STZ-)诱导糖尿病的大鼠，这些大鼠表现出严重的高血糖，并已知通过氧化应激诱导糖尿病性视网膜病变[12，13]．如图所示5(一个)和5 (b)，与对照大鼠相比，STZ大鼠RPE层PRMT1、PRMT4表达明显增加(白色箭头)。此外，与给药大鼠相比，STZ大鼠PRMT1和PRMT4高阳性信号和高阳性信号明显增加(图)5(一个)和5 (b)）.

4.讨论

I型PRMTs是重要的病理生理调节因子，因为它们促进不对称二甲基精氨酸(ADMA)的产生，这是一种抑制一氧化氮合酶(NOS)的代谢副产物，一氧化氮合酶参与心血管疾病、糖尿病和其他代谢紊乱[14- - - - - -16]．除了产生ADMA外，I型PRMTs还通过催化组蛋白或非组蛋白的不对称二甲基化来调控各种细胞过程，如转录、RNA剪接和信号转导[17]．最近的研究揭示了I型PRMTs在糖尿病肾病中的作用[18，19]．然而，它们在糖尿病视网膜病变中的作用尚不清楚。在这项研究中，我们证明了I型PRMTs, PRMT1和PRMT4的表达增加，诱导了氧化应激下的RPE细胞损伤。以下证据支持了这一观点₂O₂处理不仅增加了RPE细胞的损伤，而且增加了PRMT1和PRMT4的表达;(2) PRMT1或PRMT4过表达增加了RPE细胞损伤;(3) PRMT1或PRMT4基因敲除可减弱H₂O₂-诱导RPE细胞损伤;(4) stz处理大鼠RPE层PRMT1、PRMT4表达增加。

许多研究表明，氧化应激诱导的细胞损伤是由I型PRMT表达增加介导的。例如,H₂O₂-诱导的氧化应激增加PRMT3表达，导致肾小球前血管平滑肌细胞ADMA生成增加[20.]．人血清白蛋白治疗可诱导肾近端小管上皮细胞氧化应激，增加PRMT1表达[21]．相比之下，很少有研究揭示I型PRMTs在氧化应激中的保护作用。最近，Huang等人报道，砷诱导的氧化应激将PRMT1激活至组蛋白4精氨酸3，将PRMT4激活至组蛋白3精氨酸17进行不对称二甲基化，这导致HaCaT细胞(人角质形成细胞)中通过抗氧化反应元素增加铁蛋白转录[22]．Huang等的报告与我们的结果相反，PRMT1和PRMT4的表达没有改变，PRMT1和PRMT4增加铁蛋白，保护细胞免受氧化应激。这种差异可能是由于不同的细胞类型(视网膜色素上皮细胞与角化细胞)或氧化应激类型(H₂O₂与砷相比)，因为砷处理会产生超氧阴离子()和羟基自由基(^∙哦)生产23]．此外，PRMT1和PRMT4在砷处理6 h内检测，而我们的实验涉及较长的h₂O₂治疗。Wang等人报道了锂和丙戊酸的治疗，可以防止H₂O₂-诱导的氧化应激，增加NSC34细胞中PRMT4表达[24]．然而，他们并没有确定PRMT4的功能。

在这项研究中，我们还发现H₂O₂-诱导的SIRT1下调参与了RPE细胞的损伤。有几条证据支持我们的发现。Wu等人报道SIRT1过表达逆转H₂O₂ARPE-19细胞中补体因子H的下调[25]．此外，Bhattacharya等人报道，RPE细胞中SIRT1表达降低可诱导p53乙酰化介导的凋亡，导致年龄相关性黄斑变性(AMD)的进展[26]．事实上，p53及其靶基因与RPE细胞凋亡密切相关[27，28]．作为一种去乙酰酶，SIRT1通过赖氨酸382的去乙酰化抑制p53的活性[29]．在我们的研究中，转染酶死突变体SIRT1没有抑制H₂O₂诱导RPE细胞凋亡。在这里，我们提供了新的证据，表明SIRT1表达及其酶活性对RPE细胞的维持至关重要。

有趣的是，我们发现SIRT1的表达受PRMT1的负调控，而不受PRMT4的负调控。Scalera等人报道，红酒以sirt1依赖的方式降低人内皮细胞中PRMT1的表达[30.]．然而，在我们的研究中，SIRT1过表达并没有改变PRMT1的表达。这可能是由于细胞类型特异性的反应(内皮细胞vs上皮细胞)。我们推测PRMT4调节SIRT1的表达，因为PRMT4通过在干细胞和HeLa细胞中精氨酸217位点甲基化HuR蛋白，增加了SIRT1 mRNA的稳定性[31，32]．然而，PRMT4对ARPE-19细胞中SIRT1蛋白的表达没有影响。据我们所知，这是关于PRMT和SIRT1在细胞功能中的关系的首次报道。我们提供了PRMT1在氧化应激下调节SIRT1的第一个证据。

高糖诱导的信号传导与氧化应激高度相关[33]．最近，我们报道了RPE细胞中PRMT4的表达因高糖而增加[34]．与之前的结果一致，PRMT4在STZ大鼠RPE和外极限膜(OLM)层表达增加。此外，STZ大鼠视网膜RPE及视网膜各层PRMT1表达增加。我们推测，STZ治疗后其他层PRMT1和PRMT4表达增加可能是视网膜病变进展的原因之一。需要进行进一步的研究来揭示这一推测。

在本研究中，我们证实了氧化应激诱导的RPE细胞损伤是由I型PRMTs (PRMT1和PRMT4)调控的，而氧化应激诱导的SIRT1下调参与了PRMT1介导的RPE细胞凋亡通路。氧化应激是糖尿病视网膜病变的主要原因。综上所述，我们的数据提示了氧化应激诱导RPE细胞凋亡的信号通路模型(图)6）.因此，抑制I型PRMT，特别是PRMT1和PRMT4的表达，以及SIRT1的表达增加，可能是糖尿病视网膜病变的治疗途径。

利益冲突

作者声明本文的发表不存在利益冲突。

作者的贡献

金东一和朴民中也对该作品做出了贡献。通讯作者吴基锡(音)和朴秀贤(音)对该著作做出了同样的贡献。

致谢

本研究得到了韩国科学与工程基金会(2010-0023627)的资助。这项工作还得到了下一代生物绿色21计划(no。(PJ009090)，韩国农村发展管理局。

参考文献

1. 李俊杰，王俊杰，于青，陈坤，K. Mahadev，张淑霞，“lovastatin抑制活性氧降低db/db小鼠血管内皮生长因子表达和改善血-视网膜屏障破坏:NADPH氧化酶4的作用”糖尿病，第59卷，第59期6, pp. 1528-1538, 2010。视图:出版商的网站|谷歌学者
2. T. Frey和D. A. Antonetti，“糖尿病中血视网膜屏障的改变:细胞因子和活性氧”抗氧化剂和氧化还原信号，第15卷，第5期。5, pp. 1271-1284, 2011。视图:出版商的网站|谷歌学者
3. N. Strunnikova, C. Zhang, D. Teichberg等人，“暴露于长期氧化损伤后视网膜色素上皮的存活:详细的基因表达和细胞分析，”调查眼科学和视觉科学第45卷第5期10, pp. 3767-3777, 2004。视图:出版商的网站|谷歌学者
4. M. T. Bedford和S. G. Clarke，《哺乳动物的蛋白质精氨酸甲基化:是谁，是什么，为什么》分子细胞第33卷第3期1, pp. 1 - 13, 2009。视图:出版商的网站|谷歌学者
5. “PRMT-1和ddahs诱导的ADMA上调参与ROS-和ras介导的糖尿病视网膜病变，”眼睛的实验研究，第89卷，第89期。6, pp. 1028-1034, 2009。视图:出版商的网站|谷歌学者
6. t·芬克尔C.-X。邓，R. Mostoslavsky，“sirtuins的生物学和生理学的最新进展”，自然第460期第2页，第2 - 3页，2009。视图:出版商的网站|谷歌学者
7. 裴伟伟。周,K.-C。陈,Y.-S。王,J.-Y。王,C.-L。梁和工程学系。H. Juo，“SIRT1/AKT/ERK通路在紫外线B诱导的视网膜色素上皮细胞损伤中的作用”，毒理学体外第27卷第2期6，第1728-1736页，2013。视图:出版商的网站|谷歌学者
8. C. N. Nagineni, R. Raju, K. K. Nagineni et al.，“白藜芦醇抑制人视网膜色素上皮细胞VEGF的表达:老年黄斑变性的潜在营养物质。”衰老和疾病， vol. 5, pp. 88 - 100,2014。视图:谷歌学者
9. D. I. Kim和S. H. Park，“IL-6和PGC-1的序列信号级联α与高糖诱导的足细胞缺失和生长停滞有关，”生物化学与生物物理研究通讯第435号4, pp. 702-707, 2013。视图:出版商的网站|谷歌学者
10. S. K. Lim, M. J. Park, J. C. Lim等，“高血糖通过CB诱导细胞凋亡₁通过降低视网膜色素上皮细胞中FAAH 1的活性，”细胞生理学杂志号，第227卷。2, pp. 569-577, 2012。视图:出版商的网站|谷歌学者
11. J. Luo, A. Y. Nikolaev, S.-I。Imai等人，“sir2 α对p53的负控制促进了细胞在压力下的生存，”细胞，第107卷，第2期2，页137-148,2001。视图:出版商的网站|谷歌学者
12. m。m。安瓦尔和a。r。M. A. Meki，“链脲佐菌素诱导的糖尿病大鼠的氧化应激:大蒜油和褪黑素的影响”比较生物化学与生理学A部分:分子与整合生理学，第135卷，第2期4，页539-547,2003。视图:出版商的网站|谷歌学者
13. I. G. Obrosova, A. G. Minchenko, R. Vasupuram等，“醛糖还原酶抑制剂fidarestat可预防链脲佐菌素-糖尿病大鼠视网膜氧化应激和血管内皮生长因子过表达。”糖尿病号，第52卷。3，页864-871,2003。视图:出版商的网站|谷歌学者
14. H. Dayoub, V. Achan, S. Adimoolam等，“二甲基精氨酸二甲胺水解酶调节一氧化氮合成:遗传和生理证据，”循环，第108卷，第108号24，第3042-3047页，2003。视图:出版商的网站|谷歌学者
15. F. Abbasi, T. Asagmi, J. P. Cooke等，“2型糖尿病患者的不对称二甲基精氨酸血浆浓度增加。”美国心脏病学杂志第88期10，第1201-1203页，2001。视图:出版商的网站|谷歌学者
16. I. Palomo, A. Contreras, L. M. Alarcón等，“代谢综合征个体中不对称二甲基精氨酸(ADMA)浓度升高”，一氧化氮，第24卷，第2期4, pp. 224-228, 2011。视图:出版商的网站|谷歌学者
17. 杨永和M. T. Bedford，“蛋白质精氨酸甲基转移酶与癌症”，自然评论癌症，第13卷，第2期1, pp. 37-50, 2013。视图:出版商的网站|谷歌学者
18. A. Ojima, Y. Ishibashi, T. Matsui等，“胰高血糖素样肽-1受体激动剂通过阻断晚期糖基化终末产物诱导的蛋白精氨酸甲基转移酶-1表达，抑制链脲佐菌素诱导的糖尿病大鼠肾脏中不对称二甲基精氨酸的生成”美国病理学杂志号，第182卷。1，页132-141,2013。视图:出版商的网站|谷歌学者
19. D. Kim, S. Lim, M. Park等，“泛素依赖性的CARM1降解促进糖尿病肾病中notch1介导的足细胞凋亡，”细胞信号第26卷第2期9, pp. 1774-1782, 2014。视图:出版商的网站|谷歌学者
20. Z. Luo, T. Teerlink, K. Griendling, S. Aslam, W. J. Welch，和C. S. Wilcox，“血管紧张素II和NADPH氧化酶增加血管平滑肌细胞的ADMA，”高血压第56期3，页498-504,2010。视图:出版商的网站|谷歌学者
21. 海田元，上田元，我。Yamagishi等，“在肾病综合征大鼠模型中，蛋白尿通过蛋白精氨酸甲基转移酶-1过表达提高不对称二甲基精氨酸水平”生命科学第91卷第1期9-10页，301 - 305,2012。视图:出版商的网站|谷歌学者
22. B.-W。黄，P. D. Ray, K. Iwasaki, Y. Tsuji，“通过协调调节Nrf2和蛋白精氨酸甲基转移酶PRMT1和PRMT4的人铁蛋白基因的转录调控，”美国实验生物学学会联合会杂志第27卷第2期9, pp. 3763-3774, 2013。视图:出版商的网站|谷歌学者
23. 砷诱导的氧化应激及其可逆性自由基生物学与医学第51卷第1期2, pp. 257-281, 2011。视图:出版商的网站|谷歌学者
24. Wang J.， Feng H.， Zhang J.， and H. Jiang，“Lithium and valproate acid protect NSC34 cells from H.₂O₂和上调SIRT3和CARM1的表达，”神经内分泌学字母第34卷第3期7, pp. 648-654, 2013。视图:谷歌学者
25. Z. Wu, T. W. Lauer, A. Sick, S. F. Hackett, and P. A. Campochiaro，“氧化应激通过FOXO的乙酰化调节视网膜色素上皮细胞中补体因子H的表达_3.”,生物化学杂志第282期31, pp. 22414-22425, 2007。视图:出版商的网站|谷歌学者
26. S. Bhattacharya, E. Chaum, D. A. Johnson和L. R. Johnson，“人类视网膜色素上皮细胞中与年龄相关的凋亡易感性是由p53-Mdm2关联的中断触发的。”调查眼科学和视觉科学，第53卷，第53期13, pp. 8350-8366, 2012。视图:出版商的网站|谷歌学者
27. A. Sharma, R. Sharma, P. Chaudhary等，“4-羟基壬烯醛诱导视网膜色素上皮细胞p53介导的凋亡”，生物化学和生物物理学档案第480期2，第85-94页，2008。视图:出版商的网站|谷歌学者
28. M. Pesonen, M. Pasanen, J. Loikkanen等，“氯苦苷诱导人视网膜色素上皮细胞内质网应激”，毒物学字母第211期3，页239 - 245,2012。视图:出版商的网站|谷歌学者
29. H. Vaziri, S. K. Dessain, E. N. Eaton等人，”hSIR2^SIRT1作为一种依赖于nad的p53去乙酰酶，”细胞，第107卷，第2期2，页149-159,2001。视图:出版商的网站|谷歌学者
30. F. Scalera, B. Fulge, J. Martens-Lobenhoffer, A. Heimburg, and S. M. Bode-Böger，“红酒通过SIRT1诱导人内皮细胞减少不对称二甲基精氨酸，”生物化学与生物物理研究通讯第390期3，第703-709页，2009。视图:出版商的网站|谷歌学者
31. V. Calvanese, E. Lara, B. Suárez-Álvarez et al，“Sirtuin 1调控干细胞分化过程中的发育基因”，美国国家科学院学报，第107卷，第2期31, pp. 13736-13741, 2010。视图:出版商的网站|谷歌学者
32. 庞利，田华，常南等，“在复制性衰老中，CARM1的缺失与HuR功能的降低有关，”BMC分子生物学， 2013年第14卷，第15条。视图:出版商的网站|谷歌学者
33. F. Giacco和M. Brownlee， "氧化应激与糖尿病并发症"循环研究，第107卷，第2期9, pp. 1058-1070, 2010。视图:出版商的网站|谷歌学者
34. 大爷我。金,蔡明俊。公园,研究。Lim等，“高糖诱导的CARM1表达通过组蛋白3精氨酸17二甲基化调节人视网膜色素上皮细胞凋亡:在糖尿病视网膜病变中的作用”生物化学和生物物理学档案， vol. 560, pp. 36-43, 2014。视图:出版商的网站|谷歌学者

版权

版权所有©2015 Dong-Il Kim et al。这是一篇发布在知识共享署名许可协议，允许在任何媒介上不受限制地使用、传播和复制，但必须正确引用原作。