prx1表达祖细胞初级纤毛在机械负荷下介导骨形成

抽象

在机械负荷的增加可以提高增加新骨，改变几何形状和密度，使得骨骼更好地承受更高的力量。骨形成骨细胞一直被认为从祖先发起，但具体来源尚未确定。以往的研究表明成骨细胞的前体从胚胎发育和成人骨折修复过程中的Prx1表达祖出现。然而，它是未知的该细胞群是否也是机械诱导成骨细胞活性的来源。我们首先确定了的Prx1在骨骼成熟小鼠骨膜，薄的组织覆盖富含骨的骨的表面表达。然后，我们使用的携带Prx1的驱动的他莫昔芬诱导酶Cre和ROSA驱动lacZ报告基因的转基因小鼠模型跟踪的Prx1祖细胞系。所表达的Prx1当施加内刺激后皮质骨天检测到的压缩轴向载荷，表明骨细胞细胞的的Prx1表达细胞来源。此外，我们评估这些细胞如何感知和物理刺激响应体内通过破坏其初级纤毛，这是公知的，以提高机械和化学动力学信令天线状感觉细胞器。虽然的Prx1驱动初级纤毛中断并不影响成骨细胞募集至骨表面，相对矿化沉积和骨形成率分别为53％和34％，下降。因此，该细胞群有助于负荷诱导的骨形成，并且需要一个完整的响应初级纤毛。有趣的是，的Prx1表达祖细胞容易从骨膜提取并或许有吸引力的替代骨髓干细胞用于骨组织再生策略。

1.简介

骨架结构适应它的机械环境的一种方式是通过刺激增加新骨，然后改变其几何形状和密度，以更好地承受更大的力。响应于机械负载骨形成涉及多种细胞类型，并且需要发生的事件的序列。具体而言，机械敏感性骨细胞感测物理装载和募集细胞到骨表面分泌的旁分泌因子[1]。这些细胞最终转化成基质产生成骨细胞以及潜在的嵌入骨细胞。凭借创新的再生骨疗法的迅速崛起，也最终确定招募到骨表面细胞的起源是比以往更加重要。骨形成细胞一直被认为从祖先发起，那么方法被开发从骨髓提取的成骨细胞的前体。然而，这些程序都是非常侵入性的，并且所获得的祖细胞需要为了鼓励适当的分化进一步治疗。一个有吸引力的替代方案是收获骨膜，其围绕骨和富含已知祖细胞向成骨细胞系分化优先[2- - - - - -4]。

以前体外研究表明，永生的小鼠和原始的人间充质干细胞能直接感受到物理刺激，从而促进向成骨谱系的分化[5,6]。此外，骨膜上的机械力可以增强成骨谱系的承受力体内和体外。Henderson等观察到具有成骨基因表达的细胞定位于小鼠胚胎雏形组织外边缘的张力区域[7]，和菅野等人。发现当机械应变施加到人骨膜细胞[成骨标记物被上调8]。这些研究表明，物理刺激可以激活和促进骨膜内祖细胞的成骨分化。虽然祖先很清楚地接受机械线索，他们如何感觉和反应的物理刺激体内仍下落不明。

骨膜内形成层包含丰富的成骨前体，一个子集，其中表达配对相关的同源框1（的Prx1）。在胚胎发育期间，Prx1的表达在肢芽猖獗，引起了许多骨骼组织[4]。成年小鼠的Prx1跟踪研究已确认血管周围基质细胞的重组[9,10、成熟的成骨细胞[9,10),骨细胞(9，以及脂肪细胞[11]。这些结果表明转基因Prx1Cre与在附肢骨骼多能间充质祖细胞[相关联9]。我们最近发现Prx1在出生后高度局限于骨膜和软骨膜[12]并且进一步限制在骨膜在成年[13]。的Prx1表达细胞骨折愈合期间填充愈伤[4,14]，但是它们的正常生理条件下存在尚未得到证实。因此，我们研究了在这项研究的机械负荷期间的Prx1表达祖细胞的作用。

通过该祖细胞可能变得机械活化的一个潜在的机制是通过初级纤毛。初级纤毛是天线状，从细胞表面伸出，并作为微区信令的细胞器。初级纤毛形成和信令减值是已知影响骨骼发育和形成[15- - - - - -17]。例如，当成骨细胞和骨细胞中缺失一种对初级纤毛功能很重要的aflagellar逆行转运蛋白(Kif3a)时，负荷诱导的骨形成就会减少[18]。在间充质祖细胞中，初级纤毛也是机械感应和化学感应的关键体外(5,19]。有趣的是，的Prx1驱动初级纤毛的缺失小鼠胚胎涂改谱系定型，从而在软骨内骨形成严重的缺陷，并最终死亡[16]。最近，我们确定当骨膜祖初级纤毛被破坏到流体剪切成骨响应丢失体外(13]。尽管有影响，prx1表达祖细胞初级纤毛是否介导体内骨形成对机械刺激的反应还有待研究。

本研究的目的有两方面。首先，我们在骨骼成熟的成年人中追踪prx1表达细胞，以检查它们在负荷诱导骨形成中的命运。其次，我们测量了表达prx1祖细胞原纤毛和不表达原纤毛时载荷诱导的骨形成的变化，以评估它们在成人适应过程中的作用。总的来说，我们认为表达prx1的细胞在物理载荷作用下会嵌入骨细胞，而这一机制需要原始纤毛。

2.方法

2.1。Prx1CreER-GFP的产生;Kif3a^{FL / FL}和Prx1CreER-GFP;R26R-lacZ的小鼠

所有的小鼠都在哥伦比亚大学的动物设施中进行饲养，并得到了哥伦比亚大学动物护理和使用委员会的批准。C57BL/6小鼠携带flxed Kif3a等位基因，从UC Davis突变小鼠区域资源中心低温档案中获得。携带Prx1CreER的C57BL/6小鼠^T2转基因是从凯斯西储大学转移。从Jackson实验室（巴港，ME）获得，并用Prx1CreER-GFP的动物，以产生Prx1CreER-GFP小鼠繁殖携带ROSA26-LacZ基因（R26R）;R26R^{TG / +}线性跟踪实验的模型。用于尺侧负荷研究，使用Kif3a^{FL / FL}和Prx1CreER-GFP动物杂交，产生实验Prx1CreER-GFP;Kif3a^{FL / FL}小鼠（图1(一))。对照组包括在给药后保留Kif3a两个拷贝的多个基因型:(1)Kif3a^{FL / FL}，（2）Prx1CreER;Kif3a^{+ / +}，（3）Prx1CreER;Kif3a^{+ / +};R26R^{TG / +}，和（4）KIF3A^{FL / +}。基因型通过从尾部活检中提取DNA并进行PCR分析[验证4,20.]。雌性和雄性小鼠用于所有的实验。照顾和使用动物的所有适用的机构和/或国家指导方针随访。

2.2。体外纤毛破坏和免疫细胞化学

16-week-old Prx1CreER-GFP;Kif3a^{FL / FL}小鼠处死，并且四肢进行解剖。皮肤，肌肉和结缔组织被拆除，露出骨膜。骨膜轻轻地用手术刀得分，从骨去皮，切成 部分，并置于培养基（MEMα+10%胎牛血清+1% PenStrep, Thermo Fisher Scientific，威豪，MA)，在纤维连接蛋白涂层(Sigma Chemical Co.，圣路易斯，MO) 35mm组织培养液(Falcon，康宁，NY)。组织切片在37℃下培养7-10天，分离得到的细胞接种于纤维连接蛋白涂层的玻璃底皿(MatTek Corporation, Ashland, MA)。细胞在还原血清培养基(MEM)中培养α+ 5％FBS + 1％PenStrep），用于固定之前48小时，或者接收到的5 μ克/ mL的4-羟基（Sigma公司）溶于90％乙醇或车辆控制用于固定前24小时。将细胞固定在10％福尔马林溶液（Sigma），阻断10％山羊血清（赛默飞世），在第一抗体孵育针对乙酰化α-从C3B9杂交瘤(Sigma)中获得微管蛋白，并在1:500 Alexa Fluor 488二抗(Thermo Fisher)中孵育。所有阻断和抗体步骤在室温下进行1小时。在室温下用NucBlue溶液(Thermo Fisher)染色5分钟。为了量化初级纤毛的长度和发病率，使用激光扫描共聚焦显微镜(Leica TCS SP5, Leica Microsystems Inc.， Buffalo Grove, IL)收集至少10个切片并创建细胞核及其相关纤毛的z -堆叠。这些堆栈被导入ImageJ中，纤毛长度和发生率由两个独立的研究者手动测量以确保准确性和重复性。长度用一个像素来测量μ由于初生纤毛生长受细胞密度的影响，采用融合80%且含有20-25个细胞核的电场计算发病率。

2.3。机械负荷

加载前一周，腹腔注射75 mg/kg体重的他莫昔芬(1.5-2 mg溶解在玉米油中，Sigma)，每天1次，连续5天，以诱导Cre重组。他莫西芬注射也给予每天加载，共3天，在开始加载后的第4天和第8天。在 weeks of age, the right ulna of skeletally mature mice was exposed to compressive axial loading (3 N at 2 Hz for 120 cycles per day) for 3 consecutive days using an electromagnetic loading system (EnduraTEC, Bose, Eden Prairie, MN) [15,21]。左尺骨没有被加载并担任内部控制。观察小鼠5分钟装载和正常步态完成的内从麻醉苏醒过来。

2.4。动态Histomorphometry

在第一天加载后的第4天和第8天分别皮下注射钙素(30 mg/kg体重，Sigma)和茜素红S (70 mg/kg体重，Sigma)。在开始加载14天后处死小鼠，将ulnae解剖，在70%乙醇中保存一周，脱水，并包埋在甲基丙烯酸甲酯和邻苯二甲酸二丁酯中，使用过氧化苯甲酰作为催化剂。金刚石锯(IsoMet低速锯，Buehler, Lake Bluff, IL)用于在中轴处创建横截面。切片使用激光扫描共聚焦显微镜(Leica TCS SP5, Leica Microsystems Inc.， Buffalo Grove, IL)成像。用ImageJ软件测量骨膜表面:骨周长(b.p pm)、单标记周长(sL.Pm)、双标记周长(dL.Pm)和双标记面积(dL.Ar)。这些措施用于计算骨形成参数:矿化面( ;％），矿化沉积率（ ;μ、骨形成率( ;μ米^3./μ米²每天)。相对( )测量反映归因于机械负载并且通过从各个动物所加载的前肢值减去无载计算骨形成。

2.5。免疫组织化学

如上所述，动物在装载后被注射和安乐死。两个ulnae被解剖，固定在10%福尔马林(Sigma)，在RDO脱钙，脱水，并包埋在石蜡中。横向部分5μ在中轴处切割成m厚。切片经脱蜡、再水合，在10%山羊血清中阻断1小时(Sigma)，然后与抗GFP的一抗(1:500,Life Technologies, A11122)或-半乳糖苷酶孵育过夜(1:3000,ab9361, abcam, Cambridge, UK)。切片与生物素二抗孵育30分钟，然后加入ABC试剂(Vector Laboratories, Burlingame, CA) 30分钟。在二氨基联苯胺(DAKO, Carpinteria, CA)底物溶液中孵育出现显色。最后，苏木精反染10分钟。所有的孵化都是在室温下进行的。

2.6。统计分析

数据以 和值在GraphPad棱镜（格拉夫派得软件公司，拉霍亚，CA）来计算。单因素方差分析显示有基于性别无统计学差异，所以男性和女性归为一类。此外，单因素方差分析证明有在报告的数值没有区别，由于控制动物完好KIF3A特定基因型。对于动态组织形态测定比较，我们可以不承担正常（ ),因此，非参数曼 - 惠特尼试验被用来确定任何差异。测试使用进行 ,并测定样本大小以达到至少80％的功率。

3.结果

3.1。他莫昔芬致原发骨膜细胞纤毛破裂

该Prx1CreER-GFP;Kif3a^{FL / FL}和Prx1CreER-GFP基因型通过标准PCR和凝胶电泳（图证实1(一))。然后我们分离原代细胞来评估我们的模型破坏原代纤毛的能力。孤立的 通过GFP表达鉴定骨膜细胞体外。实际上，的Prx1表达与溶媒对照相比与他莫昔芬的活性化合物处理的细胞具有在视觉上更短的纤毛（图1 (b))。更重要的是，纤毛发生率 ( )在控制和 ( )在处理样品。因此，我们得出结论，在我们的转基因小鼠模型中，它莫西芬治疗有效地破坏了原代纤毛。

3.2。Prx1在成人中的表达

因为关于Prx1在成人中的表达有相互矛盾的报道[4,10- - - - - -12,22]，我们试图确定含有Prx1CreER-GFP转基因的细胞是否存在于骨骼成熟小鼠骨膜。免疫组织化学法使GFP可视化，并因此识别的Prx1表达（图图2（a）)。我们在加载和未加载的ulnae的骨膜中检测了携带Prx1CreER-GFP转基因的细胞，表明Prx1在正常静态条件下以及在引入机械载荷时都有表达。并非骨膜中所有的细胞都表达Prx1，而成骨细胞、骨细胞、骨髓和尺骨周围的肌肉中均不表达Prx1。

3.3。Prx1的表达细胞对负载及诱导成骨

然后，我们通过对Prx1CreER-GFP中的-半乳糖苷酶进行染色，跟踪prx1表达细胞在未装载和装载尺骨中的命运;R26R记者。我们观察到-半乳糖苷酶阳性细胞在负重和无负重的四肢骨膜图2（b）)。重组细胞在负重肢体皮质骨的骨膜边缘也有独特的表现。由于骨细胞不表达Prx1CreER-GFP转基因，这表明机械加载促进了表达prx1祖细胞的成骨分化。

3.4。Prx1的驱动删除KIF3A减少负载及诱导成骨

然后我们研究了prx1表达细胞是否需要原发纤毛来促进成人骨的形成。将有和没有完整表达prx1祖细胞原发纤毛的小鼠暴露于尺侧负荷，并使用动态组织形态测量法对骨形成参数进行量化。事实上，缺少纤毛的动物骨骼形成减少(图)图3（a）)。具体地，相对的骨形成速率（图3 (d)），这是矿化表面百分比和矿化沉积率的组合，在实验动物中减弱（ μ米^3./μ米²/年)与对照的比较( μ米^3./μ米²/年)。突变体骨形成率降低是由于相对矿物附着率( μ米/天相比 μ表示活动表面新骨形成的速度(图)3 (c))。有趣的是，我们没有发现明显的变化( )在相对成矿面上(图)图3（b）)，或骨骼形成中活跃的表面百分率，在纤毛断裂的动物( )与对照组相比（ )。总的来说，我们的结果表明prx1表达祖细胞需要原始纤毛来促进成年小鼠的负荷诱导骨适应。

4。讨论

在这项研究中，我们确定prx1表达细胞是在负荷诱导骨形成中活跃的成骨细胞的来源。长期以来，人们一直认为成骨细胞通过祖细胞的再生促进了成骨的形成，但之前没有研究明确地追踪祖细胞的来源。Turner等人使用BrdU标记来鉴定加载后由祖细胞衍生的增殖细胞。在皮质内表面，只有30-40%的成骨细胞是祖细胞来源;然而，骨膜表面90%的成骨细胞是新生成的[23]。在生长的动物的研究中，当分化成骨细胞消融骨形成受损，而骨保持完整[24]。一旦消融停止，骨形成在4周内恢复到典型水平，表明成骨细胞已经从祖细胞中重新聚集。这些研究表明，祖细胞有助于骨形成，但我们的工作首次表明活性成骨细胞来源于表达prx1的祖细胞。具体地说，我们的跟踪研究显示，骨膜表面附近的一些骨细胞来自表达prx1的祖细胞。矿化表面一小部分成骨细胞最终分化为骨细胞;因此，我们鉴定的lacZ+骨细胞是曾经活跃的成骨细胞。

我们的研究结果表明，Prx1的表达祖细胞从骨膜负荷引起的骨形成过程中招募。我们确定的证据四块支持这一理论。首先，我们的组织学分析和已有的文献表明Prx1的表达仅限于成年小鼠的骨膜。在本构模型Prx1Cre各种跟踪研究报道标记细胞在各种组织[中9- - - - - -11，但是这些研究并没有专门检查Prx1在成年期的表达。Kawanami等首次报道Prx1的表达在出生后高度受限[4]。杜尚德Lageneste等。证明了罕见骨膜Prx1的表达细胞坚持骨膜愈合后完成[14]。在我们以前的研究，我们发现Prx1的表达用荧光报告，并得出结论，这是极受限制的骨膜与年龄[12,13]。在这里，我们在骨骼成熟的成年人中对GFP进行染色，并确定Prx1CreER-GFP转基因存在于负载和非负载骨的骨膜中，但在成骨细胞、骨细胞、肌肉或骨髓中未发现。值得注意的是，我们只评估了与尺骨相关的空间组织，因此Prx1可能在其他地方表达。例如，Prx1表达也存在于出生后的颅骨中[25，但是我们不认为在我们评估的区域之外的身体区域的表达会影响我们的研究结果。

其次，Kawanami等。发现从Prx1CreER-GFP小鼠的长骨分离出主要的Prx1表达细胞骨膜在性质[4]。具体而言，的Prx1表达细胞使用GFP标签进行排序，并定量PCR来测量与不同骨骼细胞相关的典型的细胞标记物。原代细胞的表达模式是迄今为止最有骨膜细胞一致，特别是与成骨细胞，前脂肪细胞和巨噬细胞细胞系中的表达模式。

第三，由于骨形成主要发生在小鼠骨膜表面，人们普遍认为活跃的成骨细胞来自骨膜，骨膜与骨膜表面紧密相连[23,26]。事实上，我们在跟踪研究中发现的重组骨细胞都位于骨膜表面附近。这种空间定位强烈提示活性成骨细胞来源于骨膜中表达prx1的祖细胞。此外，在对Prx1CreER-GFP模型的跟踪研究中，Kawanami等人注意到重组细胞主要位于内层形成层[4，与骨表面相连，容易提供骨祖细胞[27]。

第四，我们的动态组织形态测定的数据表明Prx1的表达祖细胞不是从骨髓，这是另一种预期的来源。我们以前表明，骨髓来源的MSC需要初级纤毛来填充在骨膜表面骨皮质响应于机械负荷[28]。这表明的Prx1表达包含在骨髓破坏纤毛不会动员到骨膜表面祖细胞。然而，我们发现，矿化表面是在突变体不变，这意味着活跃的成骨细胞仍然在骨膜表面到达。这些现象是不一致的，因此，我们的数据还牵连作为骨膜的Prx1表达祖细胞的来源。此外，我们没有检测Prx1的表达在骨髓，当我们可视化GFP。总的来说，我们的研究结果提供了令人信服的证据表明，参与负载诱导骨形成从骨膜被招募的Prx1表达祖细胞。

从的Prx1表达祖细胞衍生的成骨细胞的骨形成活性依赖于初级纤毛，但募集和分化独立地发生。的相对百分比矿化表面（RMS / BS）在实验动物和对照动物之间等效。这是出人意料的，因为大多数活性成骨细胞从招募祖细胞在我们评估时间点[衍生23]因此，建议初级纤毛不在这种情况下影响祖招募。我们还发现，突变体动物的矿化沉积（rMAR）的相对速度约为控件一半的速率，表明纤毛发挥成骨细胞活性的有效作用。在通过Temiyasathit等人先前的研究中，在成骨细胞和骨细胞KIF3A缺失也导致rMAR（〜30％）的降低，在RMS / BS没有变化[18]。在rMAR更大的下降在我们目前的研究可能是由于之前的成骨细胞分化产生的缺失。突变体保持一定的矿化沉积，表明其他细胞类型也有助于适应。例如，响应于负载的最早活性成骨细胞有可能从骨内衬细胞[衍生23]。尽管有这些替代的贡献，但在突变体中骨形成减弱的严重程度表明prx1表达细胞有显著的影响。

虽然我们的数据表明的Prx1表达细胞在初级纤毛介导的过程有助于机械诱导骨形成的确切机制是未知的。初级纤毛既是到机械与化学传感器，所以破坏该细胞器潜在地消除了祖细胞的检测物理和生化刺激能力。一个有趣的可能性是，机械性刺激单独引导祖走上成为成骨细胞活性的预编程路径上。无官能伯纤毛，的Prx1表达祖细胞未被正确编码一旦它们在骨表面到达以形成骨（图4)。这种情况可能不是完全新颖的，因为由于废用骨损失是由成骨细胞在基础多单元骨形成降低的结果[29]。另一种可能性是骨细胞感装载和信号的Prx1表达细胞，引发分化。在这种情况下，的Prx1表达细胞而不初级纤毛将会表现出不正常的化学感受和不能适当地转导信号从机械刺激的骨细胞。这两种现象不是相互排斥的，以便第三推测是的Prx1表达祖既直接感测的机械刺激和从骨细胞接收信号。

这项研究的一个局限性是Kif3a与非纤毛功能有关。Kif3a的缺失导致了dishev细胞的结构性磷酸化，导致典型Wnt通路的过度激活[30.]，其被认为介导祖分化[31,32]。然而，另一个影响纤毛形成的基因Ift88的缺失并没有导致dishevell的结构性磷酸化。因此，Ift88的缺失可能是原发性纤毛中断的一个更具体的模型，但prx1驱动体内在胚胎研究中删除Kif3a和Ift88产生了相同的结果[16]。无论如何，这里呈现的结果是新颖的，表明在祖细胞来源的关键睫状体蛋白的破坏会导致负荷诱导的骨形成不足。

5.结论

在这项研究中，我们表现出的第一次Prx1的表达细胞有助于机械诱导骨形成。我们还发现证据表明，尽管功能主要纤毛是没有必要为这些祖细胞在骨面到达，他们是骨附着活性具有重要意义，一旦这些细胞分化为成骨细胞。初级纤毛可以用作有助于通过提高反应动力学或使特定的反应伙伴一起信令了微区。虽然这种细胞器在骨附着的作用仍然是未知的，通过纤毛介导的机制骨膜祖细胞的活化理解将大大注重骨再生的战略搜索。

数据可用性

引物序列和用于支持该研究的结果数据可从根据请求相应的作者。

利益冲突

作者没有任何冲突需要披露。

致谢

我们非常感谢村上春树赠送的Prx1CreER-GFP小鼠。我们感谢K. Lee、A. Nguyen、M. Spasic和M. Duffy进行的有益的讨论。我们把这项工作献给克里斯·雅各布斯，他在与癌症长期抗争后，于2018年7月不幸去世。尽管他的健康问题，克里斯继续是一个勤奋的研究员，导师，同事和朋友。他的努力使我们得以在他不在的时候发表这项工作，他将在研究界受到极大的怀念。这项工作得到了纽约州干细胞科学基金(N089-210)和美国国立卫生研究院(AR054156、AR062177和AR059038)的资助。

参考

1. R. T.贝迪，F.J。O'Brien和D. A.霍伊，“机械刺激骨细胞调节骨原募集，增殖和分化分泌的旁分泌因子，”生物化学和生物物理研究通讯卷。459，没有。1，第118-123，2015。视图:出版商的网站|谷歌学术
2. 《骨膜作为功能性组织工程的细胞来源》，E. J. Arnsdorf, L. M. Jones, D. R. Carter, C. R. Jacobs，组织工程A部分卷。15，没有。9，第2637至2642年，2009年。视图:出版商的网站|谷歌学术
3. I. I. Castro- silva, W. F. Zambuzzi, L. de Oliveira Castro, J. M. Granjeiro，“骨生物工程的骨膜来源细胞:一个有前途的候选人，”临床口腔种植体研究第23卷，no。10，第1238-1242页，2012。视图:出版商的网站|谷歌学术
4. A. Kawanami, T. Matsushita, Y. Y. Chan, S. Murakami，“在骨膜骨软骨dro祖细胞中表达GFP和CreER的小鼠，”生物化学和生物物理研究通讯，第386卷，第2期。3，第477-482页，2009。视图:出版商的网站|谷歌学术
5. D. A.霍伊，S. Tormey，S.拉姆查兰，F.J。O'Brien和C. R.雅各布，“初级纤毛介导在力学传递人间质干细胞，”干细胞第30卷，no。11，第2561-2570页，2012。视图:出版商的网站|谷歌学术
6. E. J. Arnsdorf, P. Tummala, R. Y. Kwon，和C. R. Jacobs，《机械诱导成骨分化——RhoA, ROCKII和细胞骨架动力学的作用》[细胞科学卷。122，没有。4，第546-553，2009。视图:出版商的网站|谷歌学术
7. J. H.亨德森，L.丰，D. Romero等人，“软骨雏形的快速增长可能会产生由机械感应软骨膜的结构，”机械生物学中的生物力学和建模第6卷，no。1-2，第127-137页，2007。视图:出版商的网站|谷歌学术
8. T.菅，T.高桥，W.有吉，T. Tsujisawa，M.芳贺和T.西原，“拉伸的机械应变上调Runx2的和人骨膜细胞成骨因子表达：用于牵引成骨的影响，”口腔颌面外科第63卷，no。4，第499-504页，2005。视图:出版商的网站|谷歌学术
9. a . Greenbaum Y.-M。S. Hsu, R. B. Day等，“CXCL12在早期间充质祖细胞是造血干细胞维持所必需的，”自然，第495卷，no。7440，第227-230，2013。视图:出版商的网站|谷歌学术
10. L.丁和S. J.莫里森，“造血干细胞和早期淋巴祖细胞占据不同骨髓龛，”自然，第495卷，no。7440，第231-235页，2013。视图:出版商的网站|谷歌学术
11. J.桑切斯 - Gurmaches，W.-Y.萧和D. A.格廷，“与......的Prx1 Cre重组皮下脂肪细胞白前体的体内标记高度选择性的，”干细胞的报道，第4卷，第2期。4，第541-550页，2015。视图:出版商的网站|谷歌学术
12. E. R.摩尔，Y. Yang和C. R. Jacobs的，“主要纤毛是必要的Prx1的表达细胞有助于产后骨骼发育，”[细胞科学第131卷，no。16, p. jcs217828, 2018。视图:出版商的网站|谷歌学术
13. E. R. Moore, Y. X. Zhu, H. S. Ryu, C. R. Jacobs，“骨膜祖细胞有助于负荷诱导的成年小鼠骨形成，并且需要初级纤毛来感觉机械刺激。”干细胞研究与治疗，第9卷，no。1，P。190，2018。视图:出版商的网站|谷歌学术
14. O. D.德Lageneste，A.于连，R.阿布 - 方等人，“包含骨膜骨骼肌干细胞与由骨膜素控制的高骨再生潜能，”自然通讯，第9卷，no。1，第773页，2018。视图:出版商的网站|谷歌学术
15. K. L.李，D. A.霍伊，M. Spasic，T.汤，H. K.哈蒙德，和C. R.雅各布，“腺苷酸环化酶6介导体内装载诱导的骨适应，”FASEB杂志：实验生物学美国学会联合会的官方出版物第28卷第2期3，第1157-1165页，2014。视图:出版商的网站|谷歌学术
16. C. J.海克拉夫，Q.章，B. Song等人，“Intraflagellar运输为软骨内成骨必不可少的，”发展第134卷第2期2, 307-316页，2007。视图:出版商的网站|谷歌学术
17. “细胞内运输和初级纤毛在骨骼发育中的作用”，R. Serra，解剖记录:综合解剖和进化生物学的进展卷。291，没有。9，第一○四九年至1061年，2008年。视图:出版商的网站|谷歌学术
18. S. Temiyasathit，W. J.汤，P. Leucht等人，“Mechanosensing由初级纤毛：KIF3A的缺失降低骨形成由于装载，”《公共科学图书馆•综合》卷。7，没有。3，文章e33368，2012。视图:出版商的网站|谷歌学术
19. 原发纤毛在机械刺激骨细胞和间充质干细胞之间的旁分泌信号传导中的作用。生物化学和生物物理研究通讯第412卷，no。1，第182-187页，2011。视图:出版商的网站|谷歌学术
20. J. R. Marszalek, P. Ruiz-Lozano, E. Roberts, K. R. Chien，和L. S. B. Goldstein，“缺乏运动蛋白ii的KIF3A亚基的小鼠突变体的Situs inversus和胚胎纤毛形态发生缺陷，”美国国家科学院院刊卷。96，没有。9，第5043-5048，1999年。视图:出版商的网站|谷歌学术
21. A. G. Robling和C. H.特纳，“在力学传递骨：对小鼠mechanosensitivity遗传效应，”骨第31卷，no。2002年，第562-569页。视图:出版商的网站|谷歌学术
22. Z.欧阳，陈Z.，M石川等人。“这种破坏和3.2kb的Col1a1启动子以转基因小鼠的不同骨细胞群为目标。骨刘志军，2004年，第58卷，第136-145页。视图:出版商的网站|谷歌学术
23. C. H.特纳，I. Owan，T.阿尔维，J.豪曼，和J. M.福，“招聘负荷和机械负荷后成骨细胞的增殖反应在体内使用缓释溴脱氧尿苷确定的，”骨卷。22，没有。5，第463-469，1998。视图:出版商的网站|谷歌学术
24. D. A. Corral, M. Amling, M. Priemel等，“骨吸收转基因小鼠骨形成与骨吸收的分离”，美国国家科学院院刊卷。95，没有。23，第13835-13840，1998。视图:出版商的网站|谷歌学术
25. K.威尔克，S.-C.A.叶，L. J.莫滕森等人，“出生后骨骼颅骨干细胞表达PRX1驻留只在颅盖缝和所需要的骨再生，”干细胞的报道卷。8，没有。4，第933-946，2017。视图:出版商的网站|谷歌学术
26. 骨再生过程中骨膜和骨髓中骨骼细胞命运的决定，骨骼和矿物质研究杂志第24卷第2期274-282页，2009。视图:出版商的网站|谷歌学术
27. 《骨膜:它是什么，在哪里，没有它时是什么样子的?》骨骼放射学卷。39，没有。4，第319-323，2010。视图:出版商的网站|谷歌学术
28. J. C.陈，D. A.霍伊，M.蔡氏，R.白龙和C. R.雅各布，“机械信号促进通过初级纤毛介导的机制成骨命运，”FASEB杂志：实验生物学美国学会联合会的官方出版物第30卷，no。4, 2016年第1504-1511页。视图:出版商的网站|谷歌学术
29. 弗罗斯特，“透视:在骨质疏松的发病机制中机械使用设置点的变化的作用，”骨骼和矿物质研究杂志卷。7，没有。3，第253-261，1992。视图:出版商的网站|谷歌学术
30. K. C. Corbit, A. E. Shyer, W. E. Dowdle, J. Gaulden, V. Singla, and J. F. Reiter， < Kif3a约束>ββ-连环蛋白依赖性的Wnt通过双睫状和非纤毛信令机制，”自然细胞生物学卷。10，没有。1，第70-76，2008年。视图:出版商的网站|谷歌学术
31. 十，彭，杨属，H. Chang等，“Wnt信号/ββ-联蛋白信号调节通过p53途径的增殖和间充质祖细胞的分化，”《公共科学图书馆•综合》，第9卷，no。5、2014年第e97283条。视图:出版商的网站|谷歌学术
32. E.科恩D.，Y.田和E.大肠杆菌Morrisey，“Wnt信号：心血管分化，形态发生和祖自我更新的重要调节器”开发(英国剑桥)卷。135，没有。5，第789-798，2008。视图:出版商的网站|谷歌学术

版权

版权所有:Emily R. Moore等人这是一篇开放获取下发布的文章知识共享署名许可，允许在任何媒体中不受限制地使用、发布和复制原创作品，只要原稿被正确引用。