来自牙科填充树脂在人牙髓干细胞中的深度依赖性细胞反应

抽象的

基于对人牙髓干细胞对牙科牙髓组织修复和再生的最小细胞毒性和抗辛核，基于最小的细胞毒性和抗痛苦，是必需的牙科复合树脂的正确选择。本研究的目的是评估牙科填充树脂的细胞毒性和抗血细胞增生效果，能够通过单光固化来填充牙齿的块状状态，对抗人牙髓干细胞（HDPSC）来聚合。三个隔间，来自光固化部位的深度（0-2,2-4和4-6毫米）。三种块状填充复合树脂（SDR，Venus批量 - 填充（VBF）和Beautifil Bulk Flowable（BBF））和传统的可流动复合树脂（FileTek Z350 XT可流动修复剂（ZFF））被单独填充到圆柱孔中（ 那 ），并将三个隔室（高度〜6毫米）作为光固化的单个组合组合。将来自三层的树脂样品分离并在培养基中洗脱。提取物暴露于HDPSC，并评估细胞毒性和分化能力。确定了根据深度的固化深度和表面硬度。除BBF之外的所有批量填充树脂显示细胞毒性，4至6或2至4 mm，而ZFF是超过2mm的细胞毒性。在块状填充树脂（常规树脂中的〜2.25mm）中检测到3.55至4.02mm的水深，与全聚合的顶表面相比的80％硬度从散装中的4.2至6mm测定- 填充树脂（常规树脂中的2.4mm）。在块状填充树脂中的深度为4-6mm的抗血细胞增生。块状填充复合树脂之间的细胞毒性深度和抗灌注症存在差异，这主要是由于不同的固化深度和成分。因此，仔细考虑批量填充树脂的选择是必要的，特别是为了维持牙科纸浆干细胞的活力和分化能力的深腔来恢复。

1.介绍

牙齿是独特且复杂的器官，包含软组织（纸浆）和硬组织（牙本质和牙釉质），因为牙齿是牙齿的肌肉能源，包括上皮细胞（Ectoderm）和颅神经嵴衍生的间充质细胞（间本）[1那2］．特别是，牙髓组织是非常重要的，以确保生存能力或修复/再生牙齿复杂的，它包含血管，神经，结缔组织和干细胞小生境[3.］．其中，牙髓干细胞被突出显示作为用于牙齿修复/再生的关键部件，能够再生在动物牙髓组织和人体模型作为出生后干细胞[的大部分的4.-6.］．有时，由于细菌感染(主要是龋齿)、医源性因素(热或机械力)或牙髓组织上沉积的用于牙洞修复的牙材料的细胞毒性成分，牙髓干细胞在牙科手术前、期间或之后会受到损害[7.］．因此，在牙科恢复材料的开发和使用过程中，牙科科学家仔细研究了生存率和牙突中，对牙髓组织修复/再生的能力分化了牙髓组织修复/再生的能力[8.那9.］．

复合树脂是由于其充足的强度，粘附牙齿的特征和光学性质，是牙科的植物恢复材料。10那11］．它们类似于牙齿的颜色，并有不同的色调，这使它们在美学上具有优势[12那13］．但是，他们仍然有几个缺点;具体地，复合树脂在聚合期间收缩，并且由于齿和材料之间产生的间隙，可能发生诸如增加的灵敏度和微透盖的问题[14那15］．常规复合树脂固化深度限制在2 mm以内;因此，在充填过程中推荐采用增量技术[16］．增量放置需要很长的恢复时间，而且存在空气流入和层间污染的问题[17］．此外，传统的树脂由于固化深度有限很难在深腔申请[18］．

为了应对上面的缺点，最近开发了批量填充复合树脂[19］．这些新的复合材料可以通过在散装的单个光固化后固化，由于增强的光穿透和低聚合收缩，在高达4〜6毫米的深度下的深度。基于评估批量填充树脂的生物和生理力学性能的临床前研究，它们已被利用快速安全地恢复牙釉质 - 牙本质复合物[17那20.那21］．评估后牙大块填充树脂临床性能的研究也显示，传统和大块填充基/流动树脂的失败率没有差异[22］．

然而，仍存在对大量填充树脂，尤其是下部的细胞毒性的关注，因为光聚合可能无法穿透足够深和聚合不足，可能会发生[17］．toh等人。据报道，一些洗脱的批量填充材料是小鼠成纤维细胞的细胞毒性，并且从4mm深度的样品中提取的萃取显示比在2mm深度下的样品的细胞毒性更严重的细胞毒性[23］．其他研究确定了纸浆组织（牙科干细胞或皮质神经元）中特异性细胞类型的细胞毒性，并根据细胞类型和其他实验细节产生有争议的细胞毒性结果，例如共培育方法（直接或间接方法）和散装 -填充树脂深度[17那24］．

因此，该研究旨在评估对人牙髓干细胞的细胞毒性，其中来自批量填充复合树脂的未固化树脂单体可能通过牙本质管，使用（连续稀释）从不同深度隔室获得的洗脱（0-2，单光聚合后2-4和4-6毫米）。这些深度与临床环境中的大量填充树脂的可能厚度与牙釉质的咬合表面（〜6mm）的顶部匹配。零假设是根据来自光固化部位的深度的树脂室的细胞毒性没有差异。

2。材料和方法

2．1.样品制备

本研究使用了三种体填充复合树脂SDR、Venus体填充(VBF)和Beautifil体流动(BBF)，以及一种常规复合树脂(Filtek Z350 XT流动修复剂(ZFF))(见表)1）.Teflon模具用直径为10mm的圆柱形孔，厚度为2mm。通过堆积三个模具并在层之间放置聚乙烯膜来获得2,4和6mm的深度。聚乙烯薄膜也置于模具的底层下面（图1（一种））。以单一增量倒入每个模具的空腔中的复合树脂，通过用玻璃载玻片压缩挤出过量。最上层用1mm厚的玻璃滑块覆盖，以使口腔（除了树脂顶表面之外〜1mm）压平表面和模拟临床聚合环境。使用LED固化样品20秒，辐照度为1000mW / cm²，每个实验时间点前用光功率计(Digirate LM-100, Monitex，新北市，台湾)检查。灯的顶端被放置在玻璃载玻片上，垂直照射。光固化四次，移动尖端一圈，尽可能多的区域重叠，均匀覆盖整个10mm直径。接下来，去除模具外的多余材料，将固化的复合材料样品盘从模具中分离出来进行提取。

2.2。摘录提取物

随后将样品盘放入培养基中，组成α.-mem与10％胎牛血清（Gibco），1％青霉素/链霉素（Invitrogen，Carlsbad，Ca，USA），1％谷氨酸（Gibco）和0.1％抗坏血酸（Sigma-Aldrich，St.Louis，Mo）混合，美国），用作萃取剂。萃取剂的体积根据国际标准组织（ISO）10993-12确定。样品表面积与萃取剂体积的优选比为3cm²/ ml。一个样品的总表面积为2.2厘米²;因此，0.73毫升补充剂α.-MEM需要用于每个样品。The four types of composite resin discs were completely immersed in the extraction media and incubated in the shaking incubator at 37°C for 24 h. Supplemented medium was also incubated. A shaking incubator (120 rpm) was used to mimic the clinically alterable oral environment.

2.3。人牙髓干细胞培养

hDPSCs经檀国大学牙科医院机构审查委员会批准(IRB编号H-1407/009/004)从人类第三磨牙中提取。细胞来自低传代(小于10)。用防腐剂收集牙髓组织，放入含1%青霉素/链霉素(Gibco)的磷酸盐缓冲溶液(PBS)中(Gibco, Grand Island, NY, USA)。添加0.08% I型胶原酶(Worthington生化，Lakewood, NJ, USA)进行酶消化，然后孵育30分钟。每10分钟进行一次敲击。hDPSCs在1500rpm离心3分钟。此后，细胞被供给α.-MEM与10%胎牛血清(Gibco)， 1%青霉素/链霉素(Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)， 1%谷氨酰胺(Gibco)， 0.1%抗坏血酸(Sigma-Aldrich)，在5% CO的湿化气氛中培养₂在37°C时。所有文化系统都遵守上述条件。

2.4。萃取试验

根据以前的议定书收集HDPSC并以密度播种 96孔板(SPL生命科学，京畿抱川，韩国)每孔细胞/mL, 100μ.辅以大号α.-MEM在5％CO的潮湿气氛中₂在37°C下放置24小时[25］．过滤24小时培养的提取物和补充培养基（提取物收集），使用0.20过滤μ.M过滤器（康宁，NY 14831，德国制造）和注射器。然后，用PBS洗涤含有HDPSC的电镀介质（100 μ.L），通过在37℃下通过过滤的洗脱液将细胞与过滤的洗脱液另外24小时。用预先孵育的补充培养基连续稀释滤液。培养基中最终浓度的提取物的百分比为100,50,25,12.5和0％（对照组）。

2．5．细胞活力评估

hDPSCs在洗脱液中孵育24小时的溶液(参见提取试验)被去除并用PBS洗涤。EZ-CYTOX (Daeillab Service，韩国首尔九老区)也加入了补充名单α.-mem在10％体积的培养基中。EZ-Cytox包括水溶性四唑鎓盐（WST），其仅通过仅在活细胞线粒体的电子传输系统中存在的脱氢酶。因此，产生橙色物质甲烷氮（WST测定）。然后，100μ.L分别置于每个含细胞孔和若干空白孔中。在5% CO的潮湿条件下孵育后₂在37℃下，在染料注射2小时后，用多检测微版读卡器(Spectramax M2e, Molecular Devices, Sunnyvale, CA, USA)在450 nm波长下测量光吸光度。吸光度越高，细胞存活率越高。此外，为了确认数字细胞活力，用半聚焦激光扫描显微镜(Celena, Logos Biosystems，安阳，韩国)获得了活细胞和死细胞的图像。去除培养基并用PBS洗涤后，0.5μ.m calcein am和2 μ.将M乙锭同二聚体-1溶液添加到细胞中。然后在室温下培养30分钟。对六份( ）在每组中，进行了超过三个独立的实验。

2.6。测量固化深度

另外，根据ISO 4049刮擦试验和维氏硬度剖面方法测量每种材料的固化深度[26那27］．对于刮擦试验，两个带圆柱孔的不锈钢模具（ 和 ）堆积起来提供12毫米的高度，这比批量填充复合树脂的假定治疗深度的两倍长。将模具堆叠在聚乙烯膜上。将四种类型的复合树脂倒入模具的孔中。用聚乙烯薄膜覆盖填充材料，并用玻璃载玻片压（ ）消除过量。然后，LED LCU（VALO^TM值(美国Ultradent公司)从表面固化，辐照度为1000mw /cm²20年代。将固化后的试样从模具中分离出来，用塑料刮刀将未固化的复合树脂软件切割出来。然后，测量树脂的剩余部分的长度。固化深度是用长度除以2 ( ）.每份树脂样本( 和 ）通过在没有聚乙烯薄膜的情况下，在横截面抛光的横截面抛光的500 gf（4.90n）之间，通过在不具有聚乙烯薄膜的情况下，在没有聚乙烯薄膜的情况下，在没有聚乙烯薄膜的情况下，通过聚乙烯膜（HM-221，MITUTOYO，日本）在横截面抛光的横截面抛光（4.90n）之间，通过所述萃取萃取光聚合。每次0.5毫米均高达4000个砂纸（ 那测量）从表面的顶部（0,0.5,1,1,15,2,2，2.5,3,3.5,4,4,4,5,5,5.5,5mm）到三种不同标本的末端[28］．每组共记录9个值。

2.7。HDPSC与洗脱液的牙突发生

HDPSCS（ 在24孔板中播种的细胞/ ml）与12.5％的洗脱液中播种7天，培养基每2-3天均等。从每个样品中的洗脱在偶联培养基中收集，进一步补充有抗坏血酸（50μ.除了上述生长介质之外，G / ml），B-甘油磷酸酯（10mM）和地塞米松（100nm），除上述生长介质外，还通过上述上述生长介质。将原始洗脱液（100％）进一步稀释至与偶联培养基的适当量。为了探讨渗代菌能力，进行碱性磷酸盐染色。为每个条件测试五个复制样品。用PBS洗涤培养的细胞，200μ.加入稀释成10mL DW的快速BCIP / NBT（B5655，Sigma-Aldrich）。在1小时后，通过显微镜获得碱性染色的图像。通过ImageJ（1.52E，NIH，USA）量化ALP染色区域，并向从分化介质控制获得的强度标准化。

2.8。统计分析

不同提取起始点的细胞毒性数据在进行夏皮罗-威尔克检验确认正态性后，采用重复测量方差分析(ANOVA)进行统计分析。采用方差分析对同一产品和提取物起始点连续稀释提取物组(100、55、25、12.5和0%)之间的细胞毒性进行比较。在显著性水平上采用Tukey事后检验 。使用SPSS Pasw版本23.0软件程序（SPSS Inc.）。

结果

3.1。对HDPSC的细胞毒性

在WST细胞生存力测定的结果显示在图1(b) -1（e）。测量HDPSCs的活力在从四个不同复合树脂的顶部，中间和底部标本中浸入eluate时。总体而言，在与顶部样品中的提取物孵育后，从光固化部位表示2毫米的距离，除了未覆盖的100％BBF之外的所有基团显示〜100％的细胞活力类似于对照（图1(b) -1（e）， ）.只有43.49％的细胞存活在BBF的顶层未稀释的提取物中（图1（d）， ）.用于中间水平，有在任何SDR的浓度的无细胞毒性作用（〜100％细胞活力）洗脱，与对照相比（图1（一种）， ），而细胞生存力的其它材料系列稀释后逐渐增加。详细地，在中间层中，SDR表明〜100％，与对照相比，揭示在100％的浓度无细胞毒性（图1（一种）， ）.与对照组相比，在100%浓度下，VBF和BBF的细胞活力值(分别为71.05%和64.43%)有统计学差异(见表)2那 ）但与在25％和12.5％的浓度下进行比较（〜100％，表格）相比，没有显示出统计学上不同的细胞活力。2那 ）.而传统的流动树脂ZFF在12.5%(~80%)时仍具有一定的细胞毒性。 ）.在所有组中，底部样品的细胞存活率在三个室(上、中、下)的每个浓度中最低。在100%浓度下，与SDR和BBF相关的存活率分别为~69%和~6%2那 ），在25%和12.5%浓度下，与对照组相比，这些树脂的细胞活力没有统计学差异(~100%，表2那 ），分别。相比之下，VBF和ZFF在连续稀释中没有达到非胞素毒性水平（〜100％）至12.5％。根据上述结果，零假设是根据从光固化部位的距离的树脂对树脂的细胞毒性没有差异的缺点。

通过使用半法显微镜通过活和死细胞染色来确认来自100％培养条件的细胞毒性（图2（a））.活细胞以绿色表示，死细胞在图像中出现红色。在100％浓度的SDR，VBF和ZFF中，底部组显示与顶部组相比的5〜60％的活细胞数。另一个块状填充树脂BBF具有5〜35％的活细胞，在所有隔室组中具有一些死细胞（红色）。在12.5％时，所有隔室组中充满活细胞，而ZFF的中间层和VBF的底层和ZFF均显示出比对照组的更少的活细胞（〜75％）。

3.2。治疗深度和维氏硬度

通过对体填充复合树脂SDR，VBF和BBF和常规的可流动树脂ZFF的刮削试验获得的测量的固化深度为4.02mm（±0.11），3.96mm（±0.51），3.55 mm（±0.15）分别为2.25毫米（±0.54）（表3.）.根据维氏硬度值，取决于从距离光固化的顶表面到标本的末端以6mm增量（图3.）通过维克斯硬度比较方法确定的固化深度，根据本体填充复合树脂和BBF的感兴趣区域/顶部硬度和常规的0.8比例的固化深度。以及常规可流动树脂，ZFF分别计算为5.71，> 6（未确定），4.24和2.35mm（表3.）.总体而言，在归一化的维氏硬度的逐渐降低从顶部至底部表面观察到。In detail, SDR, VBF, and BBF reached 71.5, 88.1, and 75.0% hardness at a 6 mm distance, while the conventional flowable resin ZFF reached 50.1% hardness at 4 mm and significantly decreased to 0% hardness after 4.5 mm. A value of 0% was expressed when the Vickers hardness could not be detected in unpolymerized specimens.

3.3。洗脱液的抗血丝抑制作用

为了确定从大块填充复合树脂中洗脱液的任何不良影响，作为牙形成的早期标记，进行了碱性磷酸酶染色。我们选择12.5%的洗脱液，显示75-100%的细胞活力，以排除细胞毒性诱导的抗分化作用。总体而言，从散装填充树脂中提取的所有底部提取物的ALP染色明显低于分化培养基对照组( ），而所有的顶部和中间提取从散装填充树脂显示出相似的ALP染色（ ），除了BBF的中间提取(图4.）.更深的标本用于采集提取物共培养，ALP染色较少。散装填充树脂的ALP染色顺序为:顶部≥中间>底部。流动树脂ZFF的ALP染色量在实验组中最低( ）.

4。讨论

进行基于线粒体酶活性的细胞活力测定（WST）和活和死染料，以根据光聚合位点的距离来研究来自体填充复合复合树脂的任何受损的细胞活力电位。除BBF之外的所有评估的复合树脂显示在威斯和生物和死亡测定的顶部（0-2毫米）中的细胞织立性（〜100％）。非PRG（前反应玻璃离聚物）块状填充复合树脂如SDR和VBF，仍然在中间室（2-4和4-6mm）中产生相对高的细胞活力，这与之前的研究一致[24那29那30.］．与此相反，孵育来自常规复合树脂（ZFF）提取物导致由WST和比SDR和VBF的较少活细胞数目更大的细胞毒性，这可通过以下事实来解释：固化的深度（由刮法）from ZFF (2.25 mm) was much less than that from SDR and VBF (~4 mm). Previous studies also revealed that the depth of cure of ZFF was no greater than 3 mm based on all types of depth of cure tests [31那32］．固化深度的定义是树脂单体的厚度，其可以在光固化下转化为聚合物，这取决于材料遮阳，填料尺寸，单体组成，光功率和固化时间[31］．均匀聚合树脂，光状况均匀地设定为1000mW / cm²20秒，根据制造商的说明，这是通常推荐的强度和光固化时间。当用于聚合的样品的厚度超过固化深度时，未聚合的单体可以在提取的载体中释放出来，可能更有可能发挥细胞毒性。因此，4-6毫米深度的样品(超过ISO 4049对所有四种复合材料的固化深度)没有充分固化，大量未固化树脂单体被洗脱，导致细胞毒性。

基于通过顶部和底部表面之间的串联测量的硬度剖面的比率确定的另一个固化的计算，并考虑到与基于硬度曲线的固化深度为0.8的距离，所确定的深度（2.35〜5.71除VBF（> 6mm）外，硬度曲线的固化不超过4〜6毫米，暗示来自未聚合的材料的细胞毒性成分的可能洗脱。关于ISO 4049和硬度分布的治疗深度，许多报告意识到根据用于测量的方法（即刮擦测试与硬度曲线），样本尺寸和光固化时间的方法暗示过度估计33那34］．在这项研究中，为了通过硬度曲线，4个光固化术语获得试样与固化深度之间的类似条件（ ）以覆盖表面面积( ）通过相对较小的直径( ），而单次光固化工序( ）用于标本制造（ ）根据ISO标准，对于刮擦测试。通常，通过刮擦试验获得的固化深度与由硬度曲线（固化深度造成的伤害试验>硬度剖面）进行高估了估计。33］．然而，与其他研究相反，基于硬度分布的固化深度被高估了，因为在本研究中，试样尺寸和光固化时间的差异(固化深度;刮削试验<硬度剖面)。综合以上结果，体填充树脂比传统的流动树脂具有更大的固化深度，这支持了与ZFF相比，无氟体填充树脂所观察到的细胞毒性降低。

BBF是PRG，其据报道，诱导来自玻璃离聚物的体积填充树脂的细胞毒性，该填充树脂释放较多的氟化物和其他细胞毒离子，例如铝，硼和钾，这就是为什么BBF显示出高于细胞毒性的原因其他实验组，而BBF的转化程度与其他体积填充复合树脂的转化程度没有太大差异[23］．在BBF释放的离子中，氟离子被认为通过抑制酶活性和在hDPSCs中产生ROS而在细胞毒性中发挥主要作用[35］．

SDR和ZFF的上述细胞活力结果对应于Toh等人的结果。，在暴露于2至4mm厚的样本后，将在体外细胞活力与L929小鼠成纤维细胞中报道。根据先前研究中进行的线粒体活性测定，SDR在2和4mm下显示出最高的细胞活力，而标准复合树脂ZFF在4mm下较小。本研究进一步揭示了本体填充树脂（SDR和VBF）和ZFF在聚合深度为4-6mm的聚合深度的细胞毒性，其中可以禁止使用块状填充树脂的使用，因为对HDPSC的缺点。

松填复合树脂引入由单一的填充，而不是增量填充物，以减少临床的时间和精力。They are indicated to be used in cavities up to a depth of 4 mm, which is greater than the suggested depth of conventional composite resins (2 mm). Despite the benefits of bulk-fill resins, it is likely that the curing light may not penetrate to the very bottom; thus, resin monomers are left in the nonpolymerized area. Monomers, such as bisphenol A-glycidyl methacrylate (Bis-GMA), triethylene glycol dimethacrylate (TEGDMA), urethane dimethacrylate (UDMA), and (hydroxyethyl)methacrylate (HEMA), are known to be toxic [36那37］．关于从上述单体上的成骨细胞样或牙髓干细胞对细胞毒性作用的报告[38那39］．在大多数临床案例中，大块填充树脂被用来填充牙洞，这是向下准备到牙本质。因此，未固化的单体或用体积填充树脂洗脱的单体可以穿过牙本质小管，最终影响牙髓组织中的细胞，如hDPSCs。在本研究中，我们评估了hDPSCs分化可能的不良反应。上述未治愈或其他洗脱物质不仅有可能损害细胞活力，也有可能损害其他生物活性，包括hDPSC分化[40.］．从底部样品（4-6mm）的最低细胞毒性12.5％洗脱液中，HDPSC的显着损害分化，表明可能对位于牙本质小管的深空腔中的散装填充树脂的可能不利影响。在该研究中，选择HDPSC，因为它们是纸浆组织中最常用的细胞类型之一，并且由于它们的长期活力和活性增殖，它们易于获得和使用体外细胞膜相容性的研究[9.那17那41.-43.］．此外，没有与它们相关的道德问题，因为HDPSC从第三臼齿中提取，这是人类衍生的废物。然而，对纸浆组织中其他类型的细胞的生物学效应的研究是必要的，以提高我们对深腔中散装树脂可能对纸浆组织可能的不利影响的知识[44.］．

在该研究中，根据0-2（顶部），2-4（中间）和4-6（底部）的不同聚合深度来检查三种块状填充复合树脂和常规复合树脂对HDPSC上的常规复合树脂的细胞毒性效应。毫米。堆叠顶部，中间和底部的圆柱模具的2mm厚度，以获得6mm的总厚度，其靠近从牙釉质的咬合表面到纸浆室的屋顶的最大长度[45.］．将聚乙烯膜放入模具之间以便于分离每层。可能还有另一种方法可以将6mm厚的树脂样品分成三个隔室（即切割）。但是，在切割过程中产生热量;因此，可能发生热固化和热诱导的单体蒸发。此外，可以通过用于切割样品的水洗涤单体。每个隔室（上部和中底）之间的聚乙烯膜是透明的，并且大多数聚合光可以通过无缓解（数据未示出），但是由于薄膜的厚度（1mm）而产生干扰，这项研究中被忽略了。

iso10993 -5指引建议进行不同类型的体外细胞毒性试验[46.］．细胞在直接测试中直接暴露于牙科材料，而诸如琼脂或过滤器的屏障如间接试验中的电池和材料置于用于模拟材料的临床调整[47.-49.］．特别地，当牙科材料通过流体满足组织时，在适当量和类型的车辆（培养基或蒸馏水）中的材料的洗脱可以通过细胞类型的临床临床条件（培养物）（培养基或蒸馏水）。37那50.那51.］．为了评估根据固化深度衍生自体积填充树脂的各种程度的细胞毒性，通过其对量化的灵敏度来使用萃取进行该研究[29那52.］．

5.结论

综上所述，体填充树脂的细胞毒性随光固化部位深度的不同而存在差异，依次为4 ~ 6 mm> ~ 4 mm>0 ~ 2 mm。不同体积填充复合树脂的固化深度不同，且大于传统的可流动树脂。此外，从深空腔区(4-6 mm)洗脱的标本缓解了hDPSCs的分化，需要考虑体积填充复合树脂类型和光固化条件，特别是在深度修复时。此外，某些体积填充树脂(如BBF)和传统复合树脂(如ZFF)由于具有细胞毒性和抗分化潜能，应仅限于牙洞修复的更深层次。

数据可用性

用于支持本研究结果的数据包括在文章中。

的利益冲突

所有作者宣布他们没有利益冲突。

致谢

本研究由韩国国家研究基金(NRF)资助，科学与ICT部(2019R1C1C1002490, 2019R1H1A2039662, 2018K1A4A3A01064257(全球研究发展中心计划))和教育部(2019R1A6A1A11034536)资助。

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