通过NADPH Pirfenidone抑制缺氧肺动脉高压/ ROS p38通路外膜成纤维细胞在肺动脉

文摘

缺氧肺动脉高压(HPH)是一种破坏性疾病,其特征是进行性血管收缩和血管重建。Pirfenidone (PFD)抑制HPH的进展,尽管分子机制仍不明。本研究旨在确定PFD在HPH的作用和机制在人类肺动脉外膜成纤维细胞(HPAAFs),这是在正常或低氧条件下培养。NOX4和Rac1抑制或过表达的成分或pcDNA3.1,分别。扩散HPAAFs量化了比色3 - (4 5-dimethylthiazol-2-yl) 2, 5-diphenyltetrazolium (MTT)分析评估细胞代谢活动,细胞计数,ethynyldeoxyuridine (EdU)化验检测DNA合成。迁移HPAAFs被一个伤口愈合试验评估。表达水平的平滑肌alpha-actin (a-SMA)及胶原我(COL1A1)评估通过rt - pcr和免疫印迹分析。PFD HPAAFs抑制低氧诱导增殖和迁移。与低氧对照组相比,PFD减少a-SMA及胶原的表达我(COL1A1)。PFD减少低氧诱导的磷酸化p38通过NOX4 /活性氧(ROS)信号通路。 Moreover, Rac1 also decreased hypoxia-induced phosphorylation of p38, without any cross-interaction with NOX4. These findings demonstrate that PFD is a novel therapeutic agent to prevent cell proliferation, migration, and fibrosis, which might be useful in inhibiting vascular remodeling in patients with HPH.

1。介绍

缺氧肺动脉高压(HPH)是一个复杂的多因素疾病综合症表现为肺血管重建,和它的治疗主要是姑息1,2]。肺动脉(PA)的广泛的重建血管壁发生在所有三层,包括内层的内皮细胞,内侧平滑肌细胞和外膜成纤维细胞。重要的是,血管动脉外膜是最异构部分,包含营养供应渠道,如血管滋养管、淋巴管,营养神经,以及居民的细胞,如成纤维细胞、祖细胞,免疫细胞(3]。动脉外膜的释放起着关键的监管功能,检索、集成和存储的营养血管壁(2,4]。目前,肺动脉外膜成纤维细胞的增殖和分化(PAAFs)被认为是一个关键机制启动HPH的发展(5]。为了应对慢性缺氧,PAAFs首先成为激活和分化成myofibroblasts,然后扩散,最终刺激炎性细胞的招募和释放主要监管机构(6]。先前的研究已经表明,慢性缺氧期间PAAFs的增殖和分化主要是依赖p38的信号转导通路及其下游的中介,低氧诱导因子1 (HIF-1) [7- - - - - -9]。低剂量fluvastatin显著抑制牛PAAFs p38活动在缺氧条件下,从而抑制其过度增殖(10]。

活性氧(ROS)也是重要的监管机构p38信号在不同的细胞类型,包括PAAFs。缺氧条件下可导致多种亚型的表达增加烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADPH)氧化酶类(NOX)在人类PAAFs被NOX4最重要对碘氧基苯甲醚(11]。氮氧化物蛋白质multi-subunit酶复合物包括小guanosine-5 - - - - - -三磷酸(三磷酸鸟苷结合蛋白)Rac1 [11]。当Rac1激活,Rac-GTP把膜,形成一个复杂的交互的NADPH。细胞内ROS主要由这NOX4复杂(12,13];然而,迄今为止,没有药物直接作用于NOX4或p38一直用于治疗HPH的病人。

Pirfenidone (PFD)是一个非常的小分子溶于酒精和水的解决方案,能够穿过细胞膜不需要运输受体(14]。几项研究已经报道,PFD会产生一个antifibrotic效应在动物组织包括肺、心脏、皮肤、肝脏和肾脏(15,16]。最近,实验和临床证据表明,pdf可以安全地减缓或抑制肺纤维化的进展,特别是特发性肺纤维化(17,18]。然而,目前尚不清楚是否PFD在HPH产生保护作用,和行动的确切机制是未知的。

在这个实验中,PAAFs被缺氧刺激,那么他们的增殖,迁移,和纤维化评估调查HPH PFD的作用和机制,从而确定新的治疗目标HPH的治疗。

2。材料和方法

2.1。细胞培养

美国HPAAFs买来ScienCell (CA)和在纤维母细胞生长介质(美国CA ScienCell)组成的2%胎牛血清的边后卫,纤维母细胞生长补充1%,1%的青霉素和链霉素。细胞生长在37°C公司5%₂孵化器和段落之间使用3和8。细胞暴露在低氧的情况下在一个标准文化室(惠特利H35 Hypoxystation,惠特利不科学,英格兰),5%的大气O₂,5%的公司₂,90% N₂。Pirfenidone (PFD)添加到细胞浓度为0.1毫克/毫升或0.2毫克/毫升12 h或缺氧前24小时。

2.2。基因干扰

HPAAFs镀在10的密度⁵细胞/ 24-well板。的shRNA NOX4 (5 - - - - - -CCGGAACGAAGGGGTTAAACACCTCCTCGAGGAGGTGTTTAACCCCTTCGTTTTTTTG-3 )和Rac1 (5 - - - - - -CCGGCAAACAGACGTGTTCTTAATTCTCGAGAATTAAGAACACGTCTGTTTGTTTTTG-3 )和pcDNA3.1 NOX4 Rac1合成和转染到细胞利用Lipofectamine®3000(表达载体,密苏里州,美国),如前所述[19,20.]。细胞转染48 h后,接受PFD和缺氧诱导。免疫印迹分析被用来确认干扰效果。

2.3。MTT试验

评估细胞的代谢活动,HPAAFs被播种到96孔板的密度10⁴细胞/。刺激后,MTT的解决方案是添加到每个2 h孵化。删除媒体后,甲瓒晶体于100年解散μl (DMSO (Sigma-Aldrich,密苏里州,美国)。细胞生存能力评估通过测量吸光度在595 nm使用分光光度计(热科学,密苏里州,美国)。相对细胞生存能力进行了计算并与未经处理的对照组的吸光度。

2.4。EdU化验

量化细胞增殖,一个EdU工具包(RiboBio、广州、中国)是根据制造商的协议。HPAAFs被播种在24-well板载玻片在每个。细胞被serum-starved,然后由缺氧刺激如前所述。

2.5。细胞计数

HPAAFs在无血清饥饿媒体24 h,然后由缺氧刺激。PBS的细胞被洗,和细胞的数量是由10个随机领域的计算。

2.6。伤口愈合实验

伤口愈合文化将被用来分析细胞迁移。根据制造商的指示,HPAAFs被镀的浓度 细胞/毫升和孵化24 h后文化将被移除。为了评估细胞迁移到划痕区域,图像被每6 - 12 h,直到关闭的划痕在显微镜下可以证实视觉领域。伤口愈合使用TScratch软件进行了分析。每个实验重复一式三份。

2.7。实时定量聚合酶链反应(rt - pcr)

从细胞总RNA提取使用试剂盒(表达载体,卡尔斯巴德,CA)和转录水平测量通过SYBR Green-based实时PCR使用SYBR绿色Supermix (Bio-Rad实验室、CA、美国)。基因表达是GAPDH规范化。每个样本一式三份。在这个实验中使用的引物序列如下:5 - - - - - -ACCGTATGCAGAAGGAAATCA-3(向前)和5 - - - - - -GCTAGAAACAGAGCAGGGAAGT-3(反向)a-SMA;5 - - - - - -GAGGGCCAAGACGAAGACATC-3(向前)和5 - - - - - -CAGATCACGTCATCGCACAAC-3(反向)原骨胶原我(COL1A1);和5 - - - - - -AGAAGGCTGGGGTCATTTG-3(向前)和5 - - - - - -AGGGGCCATCCACAGTCTTC-3GAPDH(反向)。

2.8。免疫印迹分析

细胞被洗冰冷的磷酸盐和细胞溶解radioimmunoprecipitation分析缓冲区(里帕)(热科学,密苏里州,美国)停止蛋白酶抑制剂和磷酸酶抑制剂鸡尾酒(热科学,密苏里州,美国)。离心后,上清液收集bicinchoninic酸和蛋白质浓度测定的测定(BCA)(热科学,密苏里州,美国)。等量的总蛋白被size-fractionated 10%十二烷基硫酸钠(SDS)聚丙烯酰胺凝胶。与5%丝绸牛奶阻塞后,这些墨迹与相应的抗体免疫印迹。洗后,蛋白质被孵化与辣根过氧化物酶(合)共轭二次抗体,和蛋白质带被使用化学发光可视化合衬底(微孔、马、美国)。NADPH表达式是用来确保平等的蛋白质加载。

2.9。测定细胞ROS水平

2.9.1。DCFH技术

2 ,7 - - - - - -Dichlorofluorescin二乙酸(DCFH-DA) (DCF-DA分子探针,尤金,或者美国)可以用来检测细胞ROS生成如前所述[21]。一旦它被细胞酯酶,2 ,7 - - - - - -二乙酸dichlorofluorescin (DCFH-DA)裂解细胞酯酶2 ,7 - - - - - -dichlorofluorescin (DCFH),当时氧化荧光产品2 ,7二氯荧光素(DCF)。细胞被镀在6-well细胞培养板常氧(21%啊₂,5%的公司₂(5%)或缺氧条件O₂,5%的公司₂),另一个额外的细胞洗和孵化DCFH-DA (30μ米)在无血清培养基。被三次在无血清培养基,细胞细胞溶解在液态氮和离心机。荧光谱仪应用于检测荧光的上层清液在535海里的激发波长485 nm。

2.9.2。Amplex红技术

Amplex红过氧化氢/过氧化物酶测定(表达载体、分子探针,尤金或)可以测量细胞活性氧(ROS)生成如前所述[12]。Amplex红试剂(10-acetyl-3 7-dihydroxyphenoxazine)可以与H反应₂O₂并生成一个荧光产品将辣根过氧化物酶。细胞在无血清培养基和细胞溶解在液态氮洗一次后在常氧或缺氧条件下培养。50μl Amplex红试剂/合添加和保存在室温下光了30分钟。荧光谱仪是用来测量在595纳米荧光的激发波长530 nm。

2.10。统计分析

使用SPSS 13.0统计分析。与正态分布的数据,未配对 - - - - - -测试被用于比较2组。单向方差分析(方差分析)是用于比较多个组。所有数据都表示为 (平均数标准误差),< 0.05被认为是具有统计学意义的价值。

3所示。结果

3.1。Pirfenidone抑制低氧诱导PAAF增殖

报道之前,人类肺动脉外膜成纤维细胞(HPAAFs)显示显著的增殖和迁移病理重构过程中引起的HPH [3]。HPAAFs服用pirfenidone (PFD)在0.1毫克/毫升或0.2毫克/毫升前缺氧暴露评估细胞增殖利用MTT测定,细胞计数和EdU化验。结果表明,与控制相比,缺氧诱导HPAAF扩散,而PFD显著减毒细胞增殖(图1(一), ;图1 (b), ;图1 (c), )。

3.2。PFD抑制低氧诱导HPAAF迁移

评估PFD HPAAF迁移的影响,我们采用一个伤口愈合试验。图2表明缺氧加速成纤维细胞迁移与控制( )。然而,PFD治疗减少成纤维细胞迁移后缺氧暴露12小时或24小时。

3.3。PFD的低氧诱导表达减少a-SMA及胶原HPAAFs我

成纤维细胞转换成myofibroblasts导致收缩蛋白的表达增加,等α光滑的肌肉肌动蛋白(a-SMA)及胶原我(COL1A1),这是最常利用myofibroblast标记(22]。因此,我们分析了PFD的影响在HPAAFs a-SMA及胶原的表达我。a-SMA及胶原的mRNA和蛋白表达显著增加在缺氧组与对照组;这upregulation表达显著减弱PFD在0.1毫克/毫升或0.2毫克/毫升(图3, )。

3.4。PFD抑制低氧诱导p38磷酸化

人们在HPAAF增殖中起着至关重要的作用在缺氧条件下(7]。首先,我们评估了磷酸化p38缺氧引起的免疫印迹分析。如数据所示4(一)和4 (b),缺氧的p-p38水平增加HPAAFs与对照组相比 ),而SB203580 p38抑制剂,显著减毒低氧诱导的磷酸化p38 ( )。同样,PFD HPAAFs p38磷酸化(数据减少4 (c)和4 (d); )。

3.5。PFD减少了低氧诱导的磷酸化p38通过NOX4 / ROS途径

活性氧(ROS)广泛与血管重建和肺动脉压力增加23]。NOX4,最重要的同种型HPAAFs氮氧化物的主要来源受到关注的细胞内ROS (12,24]。我们发现与控制相比,缺氧NOX4的表达明显增加( )和活性氧( ),由政府减少PFD ( )(数据5(一个)- - - - - -5 (d))。进一步澄清的效果NOX4第38页磷酸化,成分和pcDNA3.1被用来改变NOX4水平。核实击倒的功效,免疫印迹分析表明,NOX4成分减少NOX4表达式( );相反,pcDNA3.1 NOX4显著增加其表达式( )(数据5 (e)和5 (f))。此外,NOX4抑制减少p38的磷酸化( ),而过度NOX4 HPAAFs增加p38的磷酸化( )(数据5 (g)和5 (h))。这低氧诱导upregulation NOX4 ( )和p-p38明显减少PFD管理局( )(数据5 (e)- - - - - -5 (h))。这些结果表明,PFD的磷酸化作用会使人们通过NOX4 / ROS途径。

3.6。Pirfenidone减少了低氧诱导的抑制Rac1 Upregulation ROS

缺氧的蛋白表达显著增加Rac1 ( ),这可能是抑制由PFD管理局( )(数据6(一)和6 (b))。超表达Rac1显然增加了活性氧表达式( ),而抑制Rac1减少ROS表达式( )(数据6 (c)和6 (d))。确认效果,具体成分和pcDNA3.1被用来调节Rac1水平(数字6 (e)和6 (f))。Rac1没有影响HPAAFs NOX4的表达。这些结果共同表明Rac1调节活性氧表达,但是没有直接NOX4和Rac1之间的关系。

4所示。讨论

在目前的研究中,我们调查的作用和机制PFD的扩散,迁移,和HPAAFs纤维化。我们首先报道,pdf可以防止HPAAFs的增殖和迁移,可以减少的表达α光滑的肌肉肌动蛋白(a-SMA)及胶原我(COL1A1)。此外,我们表明,PFD HPH中发挥了关键作用通过NOX4 / ROS信号通路。我们还发现Rac1也可以减少低氧诱导p38的磷酸化,没有cross-interaction NOX4。这些数据表明,PFD治疗药物治疗低氧诱导HPH的潜力。

迄今为止,HPH的确切机制尚未完全阐明,重点已经转移到动脉外膜内的细胞变化。外膜基质现在被认为是最复杂和异构血管壁的隔间,PAAFs和最丰富的细胞。越来越多的研究支持这样的观点:肺动脉动脉外膜作为生物处理中心HPH的重构。缺氧,PAAFs是第一个细胞被激活,导致炎性细胞的招募和释放的主要监管机构,如单核细胞趋化蛋白1 (MCP-1 / CCL2)、白细胞介素- 6 (il - 6)、基质细胞衍生因子- 1 (SDF-1 / CXCL12)和基质金属蛋白酶(MMPs),负责内侧平滑肌细胞(SMC)增长(6]。缺氧导致成纤维细胞分化成myofibroblasts,从媒体动脉外膜和内膜迁移。这导致细胞外基质(ECM)蛋白表达增加,从而导致肺动脉重构。此外,PAAFs也引起肺血管炎症,促进HPH的进展。外膜成纤维细胞通过旁分泌il - 6可以调节巨噬细胞激活转录的激活信号传感器和催化剂3 (STAT3)和低氧诱导因子1 (HIF1)信号在低氧诱导HPH [25]。的扩散和迁移PAAFs为了应对缺氧可以抑制甚至逆转fluvastatin [26]。改变成纤维细胞的代谢和炎症的主要原因是肺动脉重构HPH [27]。因此,PAAFs可能HPH的治疗干预的目标。我们的研究结果表明,PFD抑制增殖和迁移HPAAFs缺氧。肺动脉增厚的外膜层由于低氧诱导居民PAAFs扩散,而系统性动脉动脉外膜成纤维细胞没有表现出相似的响应(28]。

p38增殖作用的蛋白激酶(MAPK)途径多种细胞功能中扮演着重要的角色。调节p38的表达加上增加PAAF肺动脉内的增殖和迁移是一个关键组成部分在HPH肺动脉重构的病理生理学。我们发现缺氧HPAAFs增加p38的磷酸化,显著减毒的PFD在0.2毫克/毫升。p38缺氧引起的磷酸化是由细胞内ROS,这主要是由氮氧化物。七氮氧化物亚型是基因组中编码,四个亚型,NOX1, NOX2, NOX4 NOX5,表达血管细胞(29日]。氧化氮酶被认为是活性氧的主要来源(30.]。证据支持的观点NOX4起着至关重要的作用在许多心血管疾病(31日),特别是HPH的发病机制(32- - - - - -34]。除了小鼠和大鼠,NOX4本地化主要在细胞核周围的空间在所有三层血管壁的人类,和NOX4表达是人类暴露于低氧后增加HPH [35]。我们还表明NOX4的表达在PAAFs在缺氧条件下,调节和PFD能够减少这upregulation NOX4,同时减少ROS的表达。此外,击倒NOX4 shRNA减少p38的磷酸化,而过度NOX4 pcDNA3.1增加磷酸化p38的水平。

Ras-related C3肉毒毒素衬底(Rac1)是一个20小gtpaseρ总科的成员,分为6个亚科:研发,ρ,Rac, Cdc42 RhoBTB, RhoT /米罗(36]。Rac可能存在的四个亚型(Rac1, Rac1b、Rac2 Rac3);Rac1 nonhematopoietic细胞中广泛表达,可能参与氮氧化物激活(主要对碘氧基苯甲醚37]。激活后,Rac1把膜的细胞,激活NOX4复杂。马丁等人表明,击倒或药物抑制Rac1 NOX4并不影响本构活动,这表明NOX4 Rac1-independent在上皮细胞(38]。相比之下,Gorin等人在2003年报道,Rac1调节活性氧的生成通过刺激NOX4-based NADPH氧化酶(39),建议NOX4 Rac1-dependent信号通路的激活是系膜细胞。我们的研究结果表明,之间没有直接的交叉调制NOX4 Rac1。我们推测Rac1可能是一个主要的监管机构HPAAFs NOX4-Rac1复杂的装配和激活后的。我们的结果之间的差异和Gorin NOX4之间的关系和Rac1可以解释为不同的细胞类型,但还需要进一步的研究证实。

确定PFD的机制调节增殖,迁移,并在HPAAFs纤维化,我们使用两个浓度的PFD(0.1毫克/毫升和0.2毫克/毫升)。结果表明,PFD浓度的方式对它施加影响。一项研究表明,PFD目标p38 MAPK信号通路,抑制profibrotic基因表达在人类皮肤myofibroblasts [40]。此外,PFD抑制表型转换和胶原蛋白合成ROS-dependent的方式在人类肺动脉平滑肌细胞(HPASMCs)特发性肺纤维化(IPF) [41]。我们发现与缺氧组相比,PFD减少a-SMA及胶原的表达我(COL1A1),建议一个antifibrotic PFD的角色。

一个潜在的本研究的局限性是它只是进行了体外。因此,下一个主要方法是进行体内实验。此外,我们无法确定NOX4和Rac1之间的精确关系。

5。结论

尽管一些限制,我们确认PFD施加保护作用在HPH NOX4 / ROS p38信号通路在HPAAFs(图7)。实验支持的有效性PFD在停止增殖,分化,HPAAFs和迁移,PFD可能治疗潜在的HPH的预防和治疗。

数据可用性

使用的数据集和分析在当前研究可从相应的作者以合理的要求。

的利益冲突

所有的作者都有一个金融与商业实体的关系感兴趣的主题这手稿。

作者的贡献

楚歌张和YanBiao设计项目;马WeiDong秦,姚明,小李,EnXiu刘进行实验和分析数据;歌张和ZongXiu阴组织数据和写的手稿。

确认

我们要感谢Editage (https://www.editage.com)英语编辑。本研究基金项目支持的医疗卫生技术发展项目(2016号ws0125)和山东省山东省科技发展计划项目,中国(2019号gsf108042)。

引用

1. n . Galie m·亨伯特J.-L。Vachiery et al ., 2015 ESC /人肺动脉高压的诊断和治疗指南,”Kardiologia波兰,卷73,不。12日,第1206 - 1127页,2015年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
2. s . c . Pugliese j . m . Poth m·a·菲尼a . Olschewski k . c . El Kasmi和k·r·Stenmark“炎症在缺氧性肺动脉高压的作用:从临床表型,细胞机制”美国生理学杂志》上。肺细胞和分子生理学,卷308,不。3,L229-L252, 2015页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
3. k . r . Stenmark m·e·耶格尔k . c . El Kasmi et al .,“动脉外膜:血管壁结构和功能的重要调节器,”年度回顾的生理,卷75,不。1,23-47,2013页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
4. s . r . m . Li谜语,m . g . Frid et al .,“出现成纤维细胞的促炎epigenetically改变表型严重缺氧肺动脉高压,”免疫学杂志,卷187,不。5,2711 - 2722年,2011页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
5. k·r·Stenmark k·a·费根和m . g . Frid”低氧诱导肺血管重建:细胞和分子机制,“循环研究,卷99,不。7,675 - 691年,2006页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
6. k·r·Stenmark e . Nozik-Grayck大肠Gerasimovskaya et al .,“在肺血管重建动脉外膜:至关重要的角色,”综合生理学,1卷,不。1,第161 - 141页,2011。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
7. h·j·莫蒂默,a . j .孔雀a·柯克和d·j·威尔士”p38激酶地图:至关重要的作用在人类肺动脉hypoxia-mediated纤维母细胞增殖,”肺药理学和治疗,20卷,不。6,718 - 725年,2007页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
8. d·j·威尔士a . j .孔雀m . MacLean和m·哈尼特“慢性缺氧诱发本构p 38增殖蛋白激酶活性与增强细胞在大鼠肺成纤维细胞增殖而不是系统性动脉,”美国呼吸和重症监护医学杂志》上,卷164,不。2、282 - 289年,2001页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
9. d·j·威尔士、p h·斯科特和a . j .孔雀”p38 MAP激酶同种型活动和细胞周期调控肺循环和体循环动脉成纤维细胞的增殖反应,急性缺氧,”肺药理学和治疗,19卷,不。2、128 - 138年,2006页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
10. c·m·卡林·d·f . Celnik o . Pak r·沃兹沃思a . j .孔雀和d·j·威尔士语,“低剂量fluvastatin颠倒了缺氧肺动脉外膜成纤维细胞表型在实验性肺动脉高压,”美国呼吸系统细胞和分子生物学》杂志上卷,47号2、140 - 148年,2012页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
11. a . Carrizzo m .的强项,m . Lembo l . Formisano a . a .普佳和c . Vecchione”Rac-1表示“大脑”作为一种新的治疗目标和心血管疾病,”目前的药物靶点,15卷,不。13日,1231 - 1246年,2014页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
12. s, s . s .塔巴诉Malec et al .,“NOX4调节ROS水平在常氧和缺氧条件下,触发器增殖和抑制细胞凋亡在肺动脉外膜成纤维细胞,”抗氧化剂和氧化还原信号,10卷,不。10日,1687 - 1698年,2008页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
13. s . a .酒吧间招待员f . Chen y苏et al .,“NADPH氧化酶4表达在肺动脉动脉外膜和有助于高血压血管重塑,”动脉硬化、血栓和血管生物学,34卷,不。8,1704 - 1715年,2014页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
14. t .软木,w . b . Souffrant b Darcy-Vrillon et al .,“外生和内生对氮通量的贡献在消化道的猪喂酪蛋白饮食。我贡献的氮外分泌胰腺分泌胆汁,”营养繁殖发展,30卷,不。6,717 - 722年,1990页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
15. c . j . Schaefer d . w . Ruhrmund l .锅s . d . Seiwert和k . Kossen”Antifibrotic pirfenidone活动在动物模型中,“欧洲呼吸审查,20卷,不。120年,第97 - 85页,2011年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
16. d . a . L.-d。la Mora c . Sanchez-Roque m . Montoya-Buelna et al .,”角色和新见解的pirfenidone纤维化疾病,”国际医学科学杂志》上,12卷,不。11日,第847 - 840页,2015年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
17. j . Behr p .该处a Prasse et al .,“探索口腔pirfenidone进步,疗效和安全性non-IPF肺纤维化(救援)——一项随机、双盲、安慰剂对照、平行组,多中心,二期试验中,“BMC肺药,17卷,不。1,p。122年,2017。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
18. t·n·亚当斯,c . Eiswirth c·a·牛顿和j·t·《“Pirfenidone特发性肺纤维化,”美国呼吸和重症监护医学杂志》上,卷194,不。3、374 - 376年,2016页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
19. h·梅,金黄色的太阳,y呗,y . Chen r·柴和h·李,“减少mtDNA拷贝数增加肿瘤细胞对化疗药物的敏感性,”细胞死亡和疾病》第六卷,没有。4 p . e1710 2015。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
20. 问:问:刘,h . Li王et al .,“表达TROP2增加气道基底细胞可能导致慢性阻塞性肺疾病气道重塑,”呼吸系统的研究,17卷,不。1,p。159年,2016。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
21. a . m . Posadino r . Giordo a Cossu et al .,“黄素oxidase-induced ROS生成调节PKC两相的白藜芦醇对内皮细胞的影响生存,”生物分子,9卷,不。6,209年,页2019。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
22. n . Amara d进行统治,f•普罗斯特,r . Muloway b,伽马安基丁酸和j . Boczkowski”NOX4 / NADPH氧化酶表达增加从特发性肺纤维化患者肺成纤维细胞,介导TGFbeta1-induced纤维母细胞分化成myofibroblasts,”胸腔,卷65,不。8,733 - 738年,2010页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
23. p位、j·布里托和e·佩纳“活性氧和肺血管在低比重的缺氧,”前沿生理学,9卷,p。865年,2018年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
24. g . Frazziano h . c .冠军,p . j . Pagano”NADPH oxidase-derived ROS和肺血管的语气的规定,“美国生理学杂志》上。心脏和循环系统的生理,卷302,不。11日,H2166-H2177, 2012页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
25. k . c . El Kasmi s c Pugliese s r .谜语et al .,“外膜成纤维细胞产生不同的促炎/ profibrotic巨噬细胞表型在肺动脉高压,”免疫学杂志,卷193,不。2、597 - 609年,2014页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
26. c·m·卡林a . j .孔雀和d·j·威尔士”Fluvastatin抑制缺氧肺动脉成纤维细胞增殖和p 38 MAPK活动,“美国呼吸系统细胞和分子生物学》杂志上,37卷,不。4、447 - 456年,2007页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
27. t . d .寿和a·g·利文斯”组织安排orientation-sensitive继电器细胞在猫的背外侧膝状体核,“《神经科学杂志》上,9卷,不。12日,第4302 - 4287页,1989年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
28. b . Eul f .玫瑰,s . Krick et al .,“HIF-1alpha和HIF-2alpha细胞增殖和迁移的影响人类肺动脉的成纤维细胞在缺氧,”美国实验生物学学会联合会杂志,20卷,不。1,第165 - 163页,2006。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
29. r . Dworakowski s p Alom-Ruiz, a . m .沙”NADPH oxidase-derived活性氧在内皮细胞表型的规定,“药理报告,60卷,不。1,第21至28,2008页。视图:谷歌学术搜索
30. m .日本柴,渡边e . s .笹川,池田y“紫杉醇和秋水仙素对血小板膜性质的影响,“血栓形成的研究,52卷,不。4、313 - 323年,1988页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
31. f·陈,s, s .酒吧间招待员,d·j·r·富尔顿“从形式到功能:氮氧化物4在心血管系统中的作用,“前沿生理学,3卷,2012年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
32. r·e·尼斯贝特认为,a . s .坟墓,克莱因亨茨·d·j·用et al .,“NADPH氧化酶的作用在小鼠慢性间歇性低氧诱导的肺动脉高压,”美国呼吸系统细胞和分子生物学》杂志上,40卷,不。5,601 - 609年,2009页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
33. m·米塔尔·m·罗斯,p .康尼锡et al .,“Hypoxia-dependent监管nonphagocytic NADPH氧化酶亚基NOX4肺血管,”循环研究,卷101,不。3、258 - 267年,2007页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
34. g·穆尔塔扎,r . Paddenberg Pfeil, a·戈登伯格p . Mermer w . Kummer领军,“低氧诱导肺血管收缩NADPH氧化酶4 gene-deficient intra-acinar动脉受损的老鼠,”Pulm保监会,8卷,不。4,2045894018808240页,2018年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
35. j .钱w·田x江et al .,“白三烯B4激活肺动脉外膜成纤维细胞在肺动脉高压,”高血压,卷66,不。6,1227 - 1239年,2015页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
36. a . Flentje r . Kalsi, t·莫纳罕,“小gtpase在血管疾病和他们的角色,”国际分子科学杂志》上,20卷,不。4 p。917年,2019年。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
37. p·l·斯”的监管NADPH氧化酶类:Rac蛋白的作用,“循环研究,卷98,不。4、453 - 462年,2006页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
38. k·d·马丁·l·m·弗雷德里克·k·冯·Loehneysen m . c . Dinauer和美国g .呈递“功能分析氮氧化物4显示独特的特点与其他NADPH氧化酶类相比,“细胞信号,18卷,不。1,第82 - 69页,2006。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
39. y Gorin, j . m . Ricono n h . Kim B•班达里g . g . Choudhury和h e,说道“氮氧化物4介导血管紧张素II-induced激活的一种蛋白激酶/蛋白激酶B系膜细胞,”美国生理学杂志》上。肾的生理,卷285,不。2,F219-F229, 2003页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
40. c . l .大厅,a·r·威尔斯和k . p .梁”Pirfenidone减少人类真皮myofibroblasts profibrotic反应,体外,”实验室调查,卷98,不。5,640 - 655年,2018页。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
41. a . g .次a . m . Posadino r . Giordo et al .,“抗氧化活性介导pirfenidone antifibrotic影响人类肺血管平滑肌细胞暴露于特发性肺纤维化患者的血清,”氧化医学和细胞寿命卷。2018年,8页,2018。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索

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