的白色念珠菌Dse1蛋白在细胞壁硬度、生物膜形成和毒性中起重要作用

摘要

真菌的病原体白色念珠菌是导致免疫功能低下个体死亡的主要原因之一。它有一个细胞壁锚定因子库，涉及毒性，如丝状诱导因子，粘连素，脂肪酶，蛋白酶，和超氧化物歧化酶。Dse1是一种细胞壁蛋白，参与细胞壁代谢。本研究的目的是描述Dse1在毒力中的作用。Dse1似乎是一个必要的基因，因为不可能有纯合的空突变体。杂合子突变体表现出增加易感性calcofluor白色,细胞壁破坏剂,减少了后续的细胞壁中几丁质含量,减少氧化应激耐受性,减少30%的生物膜的形成,推迟镜像的附着力减少毒性感染的小鼠模型。因此，Dse1似乎是参与细胞壁完整性和刚性的重要蛋白质。

1.介绍

白色念珠菌是人类最常见的真菌病原体。这种真菌以共生生物的形式存在于健康人体内，在人体的几个小生境中定植[1］．这些小生境包括皮肤和粘膜表面、口腔、阴道和胃肠道。宿主免疫和这种机会性真菌之间的平衡改变，就像免疫缺陷患者的情况一样，是人类念珠菌病的主要原因之一。进入血液后，酵母细胞可感染所有内脏器官，并可导致危及生命的败血症[2］．在美国，念珠菌病被认为是第三种最常见的血源性感染，也是医院感染的第四大原因。念珠菌病可发展为浅表念珠菌病(皮肤和粘膜)，见于健康个体，或侵袭性念珠菌病，见于癌症患者、艾滋病患者和移植后免疫功能低下的个体[1］．后一种情况已被证明与高死亡率有关，死亡率可在35%至60%之间。

一个显著的特点白念珠菌它能以两种不同的形式生长:椭圆形芽(芽孢子)或菌丝[3.］．这种无性二倍体真菌可以形成芽孢，芽孢是彼此独立生长的自由漂浮的细胞，菌丝是彼此连接的伸长细胞。这两种形态之间的转变可以受到环境因素的刺激，如体温(37°C)、中性到碱性pH值，或一些更关键的丝状形成诱导因素，如血清、缺氧、生理一氧化碳₂浓度、碳氮饥饿和巨噬细胞接触[3.，4］．这种在这两种不同形态之间转换的能力与该生物体的致病性有关，因为丝状形态是侵袭性生长所必需的，而酵母形态则是无性繁殖所必需的。

虽然念珠菌病可能是由宿主机体的免疫功能障碍引起的，但更多的功劳应归于条件致病菌本身，它适应不同生态位的能力，以及表达参与感染的许多关键基因的能力。这些因素包括粘连素[5，6]、脂肪酶和磷脂酶[7，8，分泌的天冬氨酸蛋白酶[9，铁的获取[10和氧化应激反应[11］．上述因子大多是附着在细胞膜上的细胞壁蛋白β-1,3或1,6葡聚糖，面向外部与环境相互作用。除了葡聚糖外，细胞壁还含有耐压的几丁质内层[12，13］．像这样白念珠菌细胞壁蛋白一直是研究的重点，被认为是新型抗真菌药物的主要靶点。

本研究的目的是鉴定Dse1，一个724氨基酸的未鉴定的预测细胞壁蛋白，其转录在a白念珠菌缺少转录因子Ace2的突变株。Ace2p是细胞壁代谢的主要调控因子白念珠菌参与有丝分裂周期G1期的转录调控[14］．我们将通过产生一个Dse1突变株，并将其表型与亲本进行比较，包括丝状结构、与人类上皮细胞的粘附、生物膜的形成、细胞壁几丁质含量、在抗氧化应激的播散念珠菌病小鼠模型中的毒性、以及对细胞表面干扰剂的敏感性。

2.材料和方法

2．1．菌株，细胞系和一般生长条件

的RM1000白念珠菌应变(ura3Δ::λimm434 / ura3Δ::λimm434his1:: hisG / his1:: hisG,［15]，是尿苷和组氨酸的营养缺陷。细胞在马铃薯葡萄糖琼脂(PDA)培养基(HiMedia，印度)上不经选择生长。当需要选择性生长时，使用酵母氮基(YNB)合成培养基(瑞士Fluka)。媒体也有75份μM尿苷和组氨酸的所有测定，以解释尿苷表达水平可能的差异。使用奥林巴斯E330-ADU-1.2x立体显微镜进行菌落形态学，使用奥林巴斯CX41进行细胞成像，并结合索尼DSC-S40数码相机生成图像。一台索尼Cybershot相机被用来拍摄蜂群识别照片。

本研究使用人结肠腺癌细胞系HT-29 ATCC编号HTB-38。细胞在含有25mm Hepes和l -谷氨酰胺的RPMI 1640培养基上生长，含10%胎牛血清。100年μ加入链霉素g/mL和青霉素100 U/mL，细胞在5% CO中生长₂孵化器。

2.2。Dse1迷人的一代

包含功能的DNA盒URA3或HIS1标记两侧100 bpDse1序列5 '和3 '如前所述生成[16，17的同源性。同源重组和整合产生了DSE1 / URA3:: DSE1和一个DSE1 / HIS1:: DSE1杂合的压力。

2．3.磁带转换

白念珠菌用之前构建的菌株RM1000进行转化DSE1-URA3和DSE1-HIS1使用碱法酵母阳离子转化试剂盒(Q-Biogene，德国)改良方案的盒式磁带[18］．用质粒pABSK2如前所述恢复尿苷原营养[16，17］．在添加适当氨基酸的YNB培养基上选择成功的转化子。

2．4．丝状形成分析

分别在30℃和37℃的PDA培养基上培养14 d，然后在琼脂培养基上检测丝状和侵袭性生长。在30℃和37℃条件下，在马铃薯葡萄糖肉汤PDB和100%液态胎牛血清FBS (HiMedia)中培养12 h，显微镜下观察。

2．5．抗真菌敏感性测试

对卡泊芬金的敏感性测定E-test (AB Biodisk, Solna, Sweden)在添加l -谷氨酰胺的RPMI琼脂上和165 mM MOPS (BioWhittaker, Belgium)按照说明书进行，在35℃孵育48 h后读取MIC。的白念珠菌本研究采用ATCC 90028 CLSI质控参考株。对照菌株的mic均在可接受范围内。

2．6．对细胞壁破坏剂的敏感性

野生型和DSE1 / DSE1突变株在富PDB培养基中培养至指数期(OD)₆₀₀= 0.6 - -0.8)。连续稀释(10⁵到10²细胞/mL)，体积为5μL在含有以下细胞表面干扰剂之一的PDA平板上被发现:浓度为0.02% - 0.05%的十二烷基硫酸钠，浓度为25 - 100的白钙μg/mL，浓度为10 ~ 50的刚果红μ克/毫升。培养皿在30°C孵育并监测4天。不含干扰剂的底片用作对照品[16］．

2.7。氧化压力测试

菌株在富含马铃薯葡萄糖的肉汤培养基中培养至指数阶段，然后连续稀释(10⁵到10²过氧化氢(10、25或50 mM)处理1小时后点滴μL到PDA板上。未经处理的培养物也作为对照。监测生长3天[19］．

2.8。粘附上皮细胞

使用HT-29人细胞系评估上皮细胞的粘附性，如前所述[20.］．简单地，菌株生长到指数期，随后稀释到100细胞/mL，加入含有上皮细胞的六孔微滴板中，在37°C下孵育45和90分钟。孵育后，用PBS冲洗孔2次，去除非贴壁细胞;然后用熔化的PDA琼脂覆盖这些孔。24小时后，通过比较微滴度培养皿上的菌落数量和对照PDA培养皿上的菌落数量来评估与上皮细胞的粘附。粘附以原始接种物的百分比表示。

2.9。生物膜试验

分析过程如前所述[21]，稍加修改。简单地说,500年μ10的L⁷将细胞/mL培养物加入经0.05%胎牛血清预处理的聚苯乙烯微量滴定板孔中，在4℃下孵育24小时。37℃75 rpm摇床孵育3小时，PBS洗去非贴壁细胞，每孔加入1 mL YNB, 37℃孵育48小时。用PBS和500再次冲洗板μ每孔加入L的99%甲醇固定新形成的生物膜。15分钟后，取出甲醇，让板风干。500年μ每孔加0.2%结晶紫溶液L，孵育20分钟。最后用蒸馏水洗去未结合的结晶紫，用750释放已结合的结晶紫μL 33%的醋酸溶液。释放的结晶紫溶液的吸光度在590nm处读取。也进行了不含细胞的阴性对照。

2.10。播散性念珠菌病检测

采用5 × 10侧尾静脉注射BALB/c小鼠18只，重量20 ~ 30克⁶白念珠菌细胞。研究人员对老鼠进行了为期三周的生存监测。提供了食物和水随意［4］．

2.11。甲壳素量化

细胞壁几丁质含量是根据先前描述的修改方案测定的[13，22］．简单地说，用6N HCl在100°C下水解50 mg湿重纯化细胞壁过夜。离心后，用1ml蒸馏水复粒。将0.1 mL等量的样品加入0.1 mL溶液A (1.5 N Na)中₂有限公司_3.在4%乙酰丙酮)。100℃孵育20分钟，冷却至室温，加入0.7 mL的96%乙醇，加入0.1 mL的B溶液(1.6 gp-二甲基氨基苯甲醛在30 mL浓盐酸和30 mL 96%乙醇中)。混合物在室温下孵育1小时，在520 nm分光光度法测定样品的吸光度。结果用已知的葡萄糖胺标准品通过与我们的样品相同的程序生成的标准曲线绘制。几丁质量以百分比表示为野生型菌株。

2.12。同源性评估

的白念珠菌数据库(http://www.candidagenome.org/)，检索Dse1基因序列。对Dse1 ORF执行BLAST搜索酿酒酵母,数据库(http://www.yeastgenome.org/)揭示了最近的酿酒酵母orthologue

2.13。统计分析

所有测定均为3个重复。采用多重比较LSD(最小二乘法)检验对生物膜检测结果进行分析。毒力检测采用Kaplan Meier法和log Rank检验进行生存分析。学生t粘附试验采用-检验，几丁质含量采用多重比较技术进行方差分析(ANOVA)，以控制α膨胀。值小于5%被认为是显著的。

3.结果

3．1.缺失的一代

用1513 bp转化RM1000亲本菌株URA3盒式或1420 bpHIS1录音带。一个URA3盒体在两个天然的Dse1等位基因位点之一进行同源重组，形成DSE1 / DSE1:: URA3杂合子的压力。同样,一个HIS1盒式集成在Dse1位点，产生aDSE1 / DSE1:: HIS1压力。为了筛选成功转化的细胞，细胞在缺乏尿苷和/或组氨酸的YNB培养基上生长。为了验证正确的整合，在Dse1整合盒外杂交的引物和在内部杂交的反向引物URA3或HIS1基因进行扩增。为了确认是否存在Dse1等位基因，使用Dse1内部引物进行PCR反应(数据未显示)。

３．２．丝状形成分析

野生型亲本菌株RM1000携带pABSK2质粒和DSE1 / DSE1:: URA3杂合子突变株在PDA平板上30℃培养14 d。与野生型菌株相比，突变株的丝状结构和侵袭性有显著差异，因为丝状结构较长且深入琼脂。因此突变体是超丝状的(图1(一))．这种差异也反映在液体PDB介质中，在37°C下过夜生长(图)1 (b))．没有观察到胎牛血清的差异，因为两种菌株成丝相同(数据未显示)。

3．3．抗真菌敏感性测试

的E采用-test法测定突变杂合子菌株对抗真菌药物卡泊芬金的敏感性。孵育48 h后，突变株与野生型无显著差异(见表1)1)．

3．4．附着力试验

检测菌株对人上皮细胞系HT-29的粘附作用45和90分钟。45分钟后，与野生型菌株相比，突变杂合子菌株的粘附有明显且显著的延迟(值小于.001)。然而，在90分钟的孵育后，野生型和突变型表现出相似的粘附能力。因此，突变体表现出粘附延迟表型而不是粘附缺陷(图)2)．

3．5.生物膜试验

对菌株在塑料聚苯乙烯表面形成生物膜的能力进行了测定。与野生型相比，杂合子突变体的生物膜形成明显缺陷达30% ()(图3.)．

3.6。播散性念珠菌病小鼠模型

用5 × 10尾静脉注射9只小鼠/品系⁶白念珠菌细胞。小鼠被监测了3周的生存期。与注射野生型细胞的小鼠相比，注射突变细胞的小鼠存活的时间明显更长，这意味着突变菌株的毒性降低()．野生型的中位生存为1.75天，杂合子的中位生存为8天(图)4)．

3.7。几丁质含量

对纯化的细胞壁进行酸水解后，通过释放n -乙酰氨基葡萄糖单体来定量测定细胞壁甲壳素。注意统计上显著性()，突变体中几丁质含量较野生型降低(图5)．

3.8。氧化压力分析

野生型菌株和DSE1 / DSE1:: URA3用不同剂量的过氧化氢处理杂合子突变株，并在PDA平板上进行斑点检测。与野生型相比，突变株抗氧化应激能力下降(图)6)．

3.9。细胞表面干扰剂

野生型和突变型菌株在不同浓度的各种细胞表面干扰剂的存在下生长。对照板中含有两种菌株相同的稀释剂，但不添加干扰剂。与野生型相比，突变株对钙氟白和SDS的敏感性略高，对刚果红的敏感性没有差异(图)7)．

4.讨论

在这项研究中，我们描述了Dse1，一个预测白念珠菌细胞壁蛋白质。我们选择这种特定的细胞壁蛋白的原因是，虽然Dse1还没有被描述，但Ace2，它的转录调控因子，和酿酒酵母Dse1 orthologue都是。在念珠菌属,一个ace2 / ace2敲除菌株表现出许多有趣的表型，包括丝状结构和琼脂侵袭增加，细胞分离缺陷，粘附减少，生物膜形成急剧减少[14]，以及小鼠感染模型的毒性[23］．删除ACE2基因减少了两个细胞壁基因Dse1和SCW11在酵母和菌丝形式。删除也会对CHT3编码几丁质酶的基因，该酶参与细胞中几丁质的产生[14］．在假丝酵母， Dse1基因也表现出周期性表达模式，在M/G1期出现峰值表达[24］．的CaDSE1orthologue在酿酒酵母是ScDSE1它是一种子细胞蛋白，参与控制细胞壁代谢的途径。此外,突变体酿酒酵母缺乏Dse1基因的菌株在细胞分离中有缺陷[25，26］．CaDse1p和ScDse1p的序列同源性为53%。

自白念珠菌是一种二倍体生物体，Dse1的功能特征需要敲除两个等位基因。我们研究的一个有趣结果是我们无法产生dse1纯合子零应变。26个殖民地从3个独立的转变DSE1 / DSE1:: HIS1杂合子的URA3盒式磁带。在所有26个筛选的菌落中，Dse1内部PCR产物的存在表明没有产生纯合子的空菌株。亲本菌株RM1000的5个菌落中有3个转化为HIS1盒体在正确的位点整合，因此是杂合子。这一观察结果暗示了问题可能存在于URA3盒本身使其无法在正确的Dse1位点成功集成，从而阻止了aDse1零应变。为了解决这个问题，我们尝试重建Dse1杂合子菌株，但通过转化亲本菌株URA3盒式磁带。这样的杂合子成功产生(5个筛选的菌落中有5个成功整合)。事实上，每个盒独立成功转化，但结合不能强烈地暗示Dse1基因是必要的。这一结论是由另一个实验室小组使用不同的技术，从Dse1零株失败的支持UAU1磁带转换(http://www.candidagenome.org/未公开的数据)。因此，Dse1等位基因存在于所有具有两个突变体的突变体中Dse1等位基因被敲除进一步证明了这种蛋白质的重要性。这样的结果很有趣，也很不可预测，因为ace2无效菌株确实存在，Ace2是唯一已知的Dse1激活剂，这表明Dse1激活的其他途径还不明确。

由于只有一个特定基因副本的杂合子菌株通常比具有两个功能等位基因的野生菌株产生功能更差的蛋白质，因此单倍缺陷表型是常见的白念珠菌．许多细胞壁蛋白质都是如此。例如,一个白念珠菌突变株，杂合子为DDR48基因，已被证明单倍体不足，因为它在丝状结构缺陷，对氧化应激过敏，和降低水平的耐药性[4］．同样,一个SOD5杂合子菌株被证明是单倍不足的，在小鼠感染模型中更容易受到氧化应激，毒性较低[27］．在我们的研究中，我们确定了ura3之间的表型差异⁺杂合子突变株和野生型亲本菌株，我们发现突变株表现出显著的单倍不足程度。

以前有文献记载细胞壁突变的结果白念珠菌是一个被削弱的细胞壁，并且在大多数细胞壁蛋白缺失的情况下，产生的细胞往往更容易受到抗真菌药物、药物和氧化应激的影响[4］．这些数据与我们关于更弱的细胞表面的研究结果一致。例如，突变体和野生型之间的差异被观察到与钙氟白，一种专门针对白念珠菌细胞壁，突变体表现出敏感性的增加。然而，有趣的是，我们的突变体和野生型对刚果红和卡泊芬金的敏感性没有差异，尽管这两种药物也靶向细胞壁。这一现象的一个可能解释是钙氟白与刚果红和卡泊芬金的作用机制有所不同。钙氟白影响细胞壁内几丁质的组装，而刚果红和卡泊芬金改变葡聚糖的合成和组装[28- - - - - -30.］．我们发现突变体中几丁质沉积也轻微但在统计学上显著减少，导致细胞壁不那么坚硬，这进一步强化了这一假设。与野生型相比，突变体对SDS和氧化应激更敏感。已知SDS能破坏和溶解质膜，因此不是细胞壁特异性化合物[31］．然而，通过削弱细胞壁，SDS的渗透性可能增加，使细胞更敏感。就过氧化氢而言，一种可能的解释是，通过减少细胞表面的Dse1，细胞壁蛋白质组的结构可能已经改变，可能阻止了细胞壁局部超氧化物歧化酶或其他直接或间接负责对抗氧化应激损伤的蛋白质的正确定位和锚定[32］．

上述原因也可以解释生物膜形成过程中所观察到的缺陷，这是由于细胞壁蛋白质组的改变引起的Dse1细胞壁的缺失和随后的弱化可能阻碍了菌株聚集和形成适当的生物膜的能力。令人惊讶的是，粘附数据与我们的生物膜数据并不一致。在大多数情况下，生物膜的缺陷可以解释为粘附缺陷，这是生物膜形成的第一步和必要步骤[33］．然而，粘附数据显示突变株不存在粘附缺陷;而是显示了粘连的延迟。这种延迟是否会影响生物膜的形成是有争议的。生物膜形成的缺陷可能是由于除了与塑料因子的粘附之外的其他因素，塑料因子在生物膜形成的晚期阶段可能涉及蛋白质聚集或细胞间的识别和粘附。

此外，在小鼠模型中测试了我们的突变体的毒力程度，发现与野生型相比，突变体的毒力降低了。野生型毒株能够在注射后两天内杀死所有小鼠，而突变型毒株则需要两周多的时间才能杀死小鼠。尽管突变株最终能够杀死所有小鼠，但延迟在统计学上是显著的，意味着毒性减弱。铭记毒性与粘附高度相关，反之亦然[34，我们的结果显示，粘附的延迟和生物膜形成的缺陷反映了毒性的下降。一种可能的解释是，粘附的延迟为免疫系统清除真菌留出了关键的时间[20.］．

我们的结果与an的结果相似ace2null。然而，表型表现为ace2 / ace2突变更为严重，这可以解释为Ace2不仅控制Dse1，还控制许多涉及细胞壁代谢的蛋白质。此外,ace2Null表现出对固体介质和丝状结构的侵袭增加。这种表型也反映在我们的Dse1与亲代菌株相比，我们的菌株在固体和液体培养基上都是过丝状的，在14天的孵育期后，固体琼脂的入侵增加，允许葡萄糖消耗，丝状形成的积极触发[17］．对这种表型没有给出解释。细胞是否上调成丝基因以补偿Dse1是否删除尚待确定。

另外，一个Dse1正交实验命名为ScDSE1也存在于酿酒酵母并对一种蛋白质进行编码，该蛋白质已被证明参与调控细胞壁代谢的途径。一个Dse1删除在酿酒酵母使突变细胞对细胞壁靶向药物更加敏感[25，26，这一表型与我们在突变体中观察到的相似。然而，再一次，就像ace2基因敲除菌株,Scdse1Null表型比在我们的研究中观察到的突变体更严重。再次强调，这里要记住的是ace2和Scdse1突变株为纯合子缺失株。我们无法产生这样的空菌株，因此我们将空菌株与仍在产生功能蛋白质的杂合子菌株进行比较。记住这一点，我们的表现型更加微妙就不足为奇了。

5.结论

Dse1似乎是必不可少的白念珠菌细胞壁蛋白，因此是新型抗真菌药物的潜在候选药物。敲除该基因的一个副本会使菌株变成单倍不足。这种单倍不足表现为对卡泊芬金(一种细胞壁破坏剂)的抵抗力下降，通过减少几丁质沉积而削弱细胞壁，降低对氧化应激的抵抗力，延迟粘附，降低形成生物膜的能力，以及随后的毒性降低。本研究涉及的一些核心问题还有待进一步研究。为了解释超丝状体的表型，对突变体的微阵列分析将有助于评估哪些丝状体通路可能被修改以弥补缺失。此外，细胞表面蛋白质组的MALDI-TOF质谱分析将为我们提供一些关于细胞表面结构发生了哪些变化导致了可观察的表型的认识。这些实验对于完成我们的研究，从而进一步表征Dse1及其在其中的确切作用是有价值的白念珠菌。

参考文献

1. G. Larriha, J. J. Rubio Coque, A. Ciudad和E. Andaluz，白色念珠菌分子生物学已经成熟，”国际微生物学，第3卷，第2期。4，页247-252,2000。视图:谷歌学术搜索
2. J. karkowsk - kuleta, M. Rapala-Kozik，和A. Kozik，“真菌对人类的致病:念珠菌毒力的分子基础白色的，新型隐球菌和来自烟曲霉属真菌”,Acta Biochimica Polonica第56期2, pp. 211-224, 2009。视图:谷歌学术搜索
3. G. Molero, R. Díez-Orejas, F. Navarro-Garcîa等，”白色念珠菌:遗传学、二型性和致病性，”国际微生物学， vol. 1, no. 12，第95-106页，1998。视图:谷歌学术搜索
4. L. Dib, P. Hayek, B. Beyrouthy, and R. A. Khalaf， " The白念珠菌Ddr48蛋白对丝状结构、应激反应和部分抗真菌药物耐药性至关重要。”医学科学监控第14卷第2期6, pp. 113 - br121,2008。视图:谷歌学术搜索
5. K. J. Daniels, S. R. Lockhart, J. F. Staab, P. Sundstrom和D. R. Soll，“黏附蛋白Hwp1和第一子细胞定位于偶联桥的a/a部分白色念珠菌交配。”细胞分子生物学第14卷第2期12，页4920-4930,2003。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
6. F. Li, M. J. Svarowsky, and A. J. Karlsson，“Eap1p，一种中介的粘附白色念珠菌体外和体内生物膜的形成真核细胞，第6卷，第2期6，页931-939,2007。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
7. 杨玉玲，“毒力因子假丝酵母物种”,微生物学，免疫学和感染杂志第36卷第2期4，页223-228,2003。视图:谷歌学术搜索
8. M. Schaller, C. Borelli, H. C. Korting，和B. Hube，“水解酶作为毒性因子在白色念珠菌”,真菌病，第48卷，第48期6, 2005。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
9. J. R. Naglik, S. J. Challacombe和B. Hube， "白色念珠菌分泌的天冬氨酸蛋白酶在毒力和发病机制中的作用微生物学与分子生物学评论，第67卷，第5期3，页400-428,2003。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
10. R. S. Almeida, S. Brunke, A. Albrecht等人，“菌丝相关粘连蛋白和侵袭性Als3白色念珠菌介导铁从宿主铁蛋白获得，”PLoS病原体，第4卷，第4期。11、Article ID e1000217, 2008。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
11. A. J. P. Brown, F. C. Odds, and N. A. Gow，“感染相关基因表达白色念珠菌”,微生物学的最新观点，第10卷，第5期。4，页307 - 313,2007。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
12. W. L. Chaffin, J. L. Lopez-Ribot, M. Casanova, D. Gozalbo, and J. Martinez，“细胞的细胞壁和分泌蛋白白色念珠菌:身份、功能和表达，”美国微生物学会第62期第1页，130 - 180,1998。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
13. J. C. Kapteyn, L. L. Hoyer, J. E. Hecht等，“细胞的细胞壁结构白色念珠菌野生型细胞和细胞壁缺陷突变体分子微生物学第35期3，页601-611,2000。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
14. M. T. Kelly, D. M. MacCallum, S. D. Clancy, F. C. Odds, A. J. Brown，和G. Butler，“The白色念珠菌CaACE2基因影响形态发生、粘附和毒性，”分子微生物学，第53卷，第53期3，页969-983,2004。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
15. A. Negredo, L. Monteoliva, C. Gil, J. Pla, and C. Nombela， "克隆，分析和一步破坏ARG5 6基因的白色念珠菌”,微生物学，第143卷，第2期。第2页，1997。视图:谷歌学术搜索
16. R. Hashash, S. Younes, W. Bahnan, J. El Koussa, K. Maalouf, and R. a . Khalaf， " Pga1的表征，a白色念珠菌适当粘附和生物膜形成所必需的细胞壁蛋白。”真菌病．在出版社。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
17. P. Hayek, P. Yazbek, B. Beyrouthy, and R. A. Khalaf， "表征HWP2,一个白色念珠菌推测的gpi锚定细胞壁蛋白对侵袭性生长是必要的。”微生物研究，第165卷，第165号3, pp. 250-258, 2009。视图:谷歌学术搜索
18. R. a . Khalaf和R. S. Zitomer说:“DNA结合蛋白Rfg1是一种丝状结构的抑制因子白色念珠菌”,美国遗传学学会，第157卷，第1期4，第1503-1512页，2001。视图:谷歌学术搜索
19. Y. Pedreño, P. González-Párraga, M. Martínez-Esparza, R. Sentandreu, E. Valentín，和J. Argüelles，“颠覆白色念珠菌ATC1编码细胞连接的酸性海藻糖酶的基因可以减少菌丝的形成和传染性，而不影响对氧化应激的抵抗力。微生物学，第153卷，第153期5, pp. 1372-1381, 2007。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
20. N. Tsuchimori, L. L. Sharkey, W. A. Fonzi, S. W. French, J. E. Edwards Jr.， and S. G. Filler，“降低毒性HWP1有缺陷的突变体的白色念珠菌以及它们与宿主细胞的相互作用，”感染和免疫第68卷第2期第4页，1997-2002,2000。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
21. E. pepeters, H. J. Nelis和T. Coenye，“微量滴定板中微生物生物膜的多种定量方法的比较”，微生物方法杂志第72卷第2期2，页157-165,2008。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
22. c.a. Munro, R. K. Whitton, H. B. Hughes, M. Rella, S. Selvaggini, and N. A. Gow，”CHS8-第四个几丁质合成酶基因白色念珠菌有助于体外几丁质合酶活性，但对生长是不可或缺的。”真菌遗传学与生物学，第40卷，第5期。2，页146-158,2003。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
23. S. M. Noble, S. French, L. a . Kohn, V. Chen, and a . D. Johnson， " a . M. Noble, S. French, L. a . Kohn, V. Chen, and a . D. Johnson，白色念珠菌纯合缺失文库解耦形态发生开关和致病性自然遗传学，第42卷，第2期7, pp. 590-598, 2010。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
24. P. Côte, H. Hogues，和M. Whiteway，“转录分析白色念珠菌细胞周期。”细胞分子生物学，第20卷，第2期。14, pp. 3363-3373, 2009。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
25. A. Colman-Lerner, T. E. Chin和R. Brent，“酵母Cbk1和Mob2激活子特异性遗传程序，诱导不对称细胞命运”细胞，第107卷，第2期6，页739 - 750,2001。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
26. M. T. Doolin, A. L. Johnson, L. H. Johnston，和G. Butler，“复制的酵母转录因子Ace2p和Swi5p的重叠和独特作用，”分子微生物学，第40卷，第5期。2，页422-432,2001。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
27. M. marchenko, A. Alarco, D. Harcus，和M. Whiteway，“超氧化物歧化酶白色念珠菌:菌丝诱导的转录调控和功能表征SOD5基因。”细胞分子生物学，第15卷，第5期。2，页456-467,2004。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
28. m.v. Elorza, H. Rico，和R. Sentandreu，“白色钙氟改变甲壳素纤维的组装酿酒酵母和白色念珠菌细胞,”普通微生物学杂志号，第129卷。5，第1577-1582页，1983。视图:谷歌学术搜索
29. M. Kopecka和M. Gabriel，“刚果红对细胞壁的影响和(1,3)-β-d-葡聚糖微原纤维生物发生酿酒酵母”,档案的微生物学第158卷第1期2，第115-126页，1992。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
30. G. Lesage, A. M. Sdicu, P. Ménard, J. Shapiro, S. Hussein, and H. Bussey， "分析β1, 3-glucan组装酿酒酵母使用合成的相互作用网络和对卡泊芬金的改变敏感性，”遗传学号，第167卷。1，页35-49,2004。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
31. A. Plaine, L. Walker, G. Da Costa等，“功能分析白色念珠菌gpi锚定蛋白:在细胞壁完整性和卡泊芬金敏感性中的作用真菌遗传学与生物学第45卷第5期10, pp. 1404-1414, 2008。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
32. C. Hwang, G. Rhie, J. Oh, W. Huh, H. Yim, S. Kang，“含铜和锌的超氧化物歧化酶(Cu/ZnSOD)是保护细胞所必需的白色念珠菌对抗氧化应激及其完全毒性的表达，”微生物学第一四八卷第一百四十八期11，第3705-3713页，2002。视图:谷歌学术搜索
33. J. Chandra, D. M. Kuhn, P. K. Mukherjee, L. L. Hoyer, T. McCormick, M. A. Ghannoum，“由真菌病原体形成的生物膜白色念珠菌:发展、结构和耐药性，”细菌学期刊第183卷，第183期。18，页5385-5394,2001。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索
34. C. A. Gale, C. M. Bendel, M. McClellan等人，“黏附、丝状生长和毒力的联系白色念珠菌一个单一基因，”科学第279卷第2期第1页，第2 - 3页，1998。视图:出版商的网站|谷歌学术搜索

版权

版权所有©2011 Jalil Y. Daher等人。这是一篇发布在知识共享署名许可协议，允许在任何媒介上不受限制地使用、传播和复制，但必须正确引用原作。