XPF的失活使癌细胞对吉西他滨敏感

摘要

吉西他滨（2'，2'-二氟; DFDC）是一种脱氧胞苷类似物和主要用于针对胰腺癌。吉西他滨的细胞毒性是由于DNA复制的抑制。然而，在除去掺入DFDC的的机制主要是未知的。在这份报告中，我们发现在吉西他滨诱导的DNA损伤和失活的修复是核苷酸切除修复蛋白XPF-ERCC1参与的XPF敏感细胞对吉西他滨。进一步的分析，鉴定与在吉西他滨诱导的DNA损伤的修复脱嘌呤/脱嘧啶核酸内切酶（APE）XPF-ERCC1功能在一起。我们的研究结果证明DNA修复活动的吉西他滨治疗评估的重要性。

1.介绍

吉西他滨（2'，2'-二氟; DFDC）是一种脱氧胞苷类似物和经常使用的对各种实体瘤。特别是，吉西他滨是胰腺癌的治疗中一个非常重要的化疗，因为有这种致命癌症可用的选项非常少[1]。吉西他滨可以用于两个单独（单一疗法），并与其他治疗如γ-射线照射和铂化合物[组合2]。如对于其它癌症化疗的情况下，吉西他滨治疗的患者的结果由于吉西他滨的内在和获得性抗性之间变化[3.]。因此，影响吉西他滨的功效的遗传因素的识别是期望的。

代谢和吉西他滨的作用机制进行了研究，在一定程度上[1,3.]。据信，吉西他滨的细胞毒性是由于DNA复制的抑制。因为吉西他滨是一种核苷类似物，它需要活性和专门运输到细胞中。然后，吉西他滨被磷酸化，以dFdCTP是可通过DNA聚合酶和抑制DNA合成来掺入。调节这些步骤的任何因素可能确定吉西他滨的疗效[1,3.]。集中核苷转运体(CNTs)、平衡核苷转运体(ENTs)、脱氧胞苷激酶(dCK)、胸苷激酶2 (TK2)和脱氧胞苷脱氨酶(dCDA)的表达和/或活性水平与吉西他滨细胞毒性的相关性已被报道。这些数据证实了吉西他滨进入细胞的效率和将吉西他滨磷酸化至dFdCTP的活性是吉西他滨治疗效果的决定因素。

早期的生化研究显示了吉西他滨诱导的DNA合成抑制的一个独特特征[4]。不像其他的链终止核苷类似物（CTNAs），诸如阿糖胞苷（阿糖胞苷），ACV（阿昔洛韦），和DDC（扎西他滨），其阻止下一个进入的dNTP的掺入，DNA聚合酶可以从引物端结合有单一脱氧核苷酸与dFdCMP然后将合成之后阻断（屏蔽链终止）。复制，dFdCMP块链延伸过程中掺入一旦通过DNA聚合酶。因为dFdCMP是DNA聚合酶的外切核酸校正活性[耐4]，dFdCMP留下邻近引物的3'末端。因此，一个重要的吉西他滨诱导的DNA损伤将是一个单链断裂（SSB）与dFdCMP处或附近的3'端。有趣的是，它也表明，“掩蔽链终止”可能是序列背景依赖性和DNA合成可以继续操作，而不抑制[5,6]。这些数据暗示该dFdCMP可掺入到基因组中，并作为用于下一轮的DNA复制的模板。重要的是，在dFdCMP体外模板也阻断DNA合成由DNA聚合酶[7]。因此，吉西他滨通过抑制引物延伸和阻断模板链DNA复制两种不同的机制发挥细胞毒作用。dFdCMP是如何在引物末端附近或模板链中被移除的还不清楚。

XPF-ERCC1复合物是一种结构特异性内切酶，在多种DNA修复途径中发挥多种作用[8- - - - - -10]。复杂的是负责向核苷酸切除修复期间的DNA损伤的5'切口，释放从DNA的交联链ICL修复期间间交联（的ICL）11- - - - - -15]，对于单链退火(SSA)是必不可少的[16- - - - - -18]。所述XPF-ERCC1复合物也参与在单链断裂（SSB）修复诱导反应性氧物质（ROS）[19]。由于吉西他滨诱导的DNA损伤的一个可能是附近的终止引物一端与dFdCMP办学团体，我们调查XPF的吉西他滨的细胞毒性的影响。XPF缺陷细胞是对吉西他滨敏感。遗传上位性研究表明，在相同的通路作为AP XPF功能核酸内切酶（APE）是在SSB修复的主要参与者。此外，我们发现，XPF招聘染色质的吉西他滨治疗取决于APE之后。这些结果表明，XPF和APE是在相同的DNA修复途径为吉西他滨诱导的DNA损伤和XPF可能需要用于处理由APE生成的中间DNA结构。

2。材料和方法

2.1。细胞系

CHO UV41，UV135，海拉S3和的BxPC3购自美国典型培养物保藏中心（ATCC）购买。HCT116和HCT116形状（APE1表达的shRNA组成压制APE表达）来自基肖尔Bhakat博士（内布拉斯加大学医学中心）的慷慨馈赠。BRCA2不足卵巢癌细胞系PE01和BRCA2回复突变PE01（C4-2）和BRCA2不足胰腺癌细胞株CAPAN1和BRCA2回复突变CAPAN1（C2-1）也不吝从敏康谷口博士在东海大学的礼物（日本）。

将HeLa，的BxPC3，PE01，PE01（C4-2），CAPAN1，和CAPAN1（C2-1）中生长并维持在补充有10％胎牛血清（FBS，Invitrogen）的DMEM高葡萄糖（Hyclone）的。HCT116和其衍生物的细胞系在补充有10％FBS的McCoy's5A（Hyclone）的生长。所有的细胞系均在37℃下在5％CO 2加湿培养箱中培养。

2.2。细胞对DNA损伤剂的敏感性-克隆生存试验

细胞以300~500个细胞/孔的速度接种于12孔板。生长一天后，吉西他滨以指示浓度加入。细胞在吉西他滨作用下生长5~7天。UV处理，生长一天后，从每孔中取出培养基，用1ml PBS洗涤细胞两次。去除PBS后，按规定剂量用UVC (254 nm)照射细胞。辐照后立即在每孔中加入新鲜培养基，再孵育5~7天。丝裂霉素C (MMC)处理，生长1天后，将MMC加入指定浓度，孵育2小时。PBS洗涤2次后，每孔加入新鲜培养基孵育5~7天。奥拉帕尼处理时，按规定浓度添加奥拉帕尼，在奥拉帕尼作用下培养5~7天。用乙醇固定菌落，用结晶紫溶液染色，然后计数。 The surviving fractions were calculated by dividing the number of colonies on treated wells by the number on untreated cells. Each surviving fraction with standard deviation from each experiment is listed in Supplementary Table1。

2.3。siRNA处理

对于XPF和APE，siXPF（Dharmacon公司siGENOME ERCC4的siRNA d-019946-04）以及siAPE的抑制（Dharmacon的ON-TARGET PLUS的siRNA HUMAN APEX1 J-010237-07）进行使用。将细胞以10接种⁵每孔的细胞在6孔板siRNA处理的前一天。将细胞用100nM的siRNA处理5小时。DharmaFECT1（Dharmacon公司）用于转染。对于XPF和APE的共抑制，100nM的每种siRNA混合。除去的siRNA后，细胞生长在新鲜培养基中48小时。被用于克隆生存测定这些siRNA处理的细胞。阿非靶向对照siRNA用作对照。

2.4。XPF-突变体缺陷的产生由CRISPR / Cas9

利用CRISPR/Cas9技术生成xpf缺失的HCT116细胞。

将XPF(5’-gccggctcgacggattgcca-3’)的引导序列克隆到转移质粒pLentiCRISPR v2(来自GenScript)中。使用ViralPower慢病毒表达系统和293FT细胞(Invitrogen)生成慢病毒颗粒。慢病毒感染HCT116和HCT116形状。在puromycin存在的情况下建立单个菌落(2)μg/ml)， western blots检测XPF的表达(补充图)3 c)。XPF灭活克隆显示UV灵敏度由于NER缺陷（补充图3)。

2.5。制备染色质馏分

无论是否使用吉西他滨处理，在指定的培养时间后收集细胞，重悬于缓冲液A (10 mM Tris-HCl pH 7.9, 0.34 M蔗糖，3 mM CaCl)的2倍细胞球体积(CPV)中₂， 2 mM Mg-acetate, 0.1 mM EDTA, 0.5% NP-40, 1 mM DTT，以及蛋白酶抑制剂)。4℃摇摆孵育30 min后，4℃低速离心3500 x g 15 min收集颗粒1 (P1)细胞核。上清液(S1:细胞质裂解液)在4℃，20000×g高速离心15 min澄清。用500洗涤P1后μl缓冲液A不含NP-40, P1重悬于缓冲液B (20 mM hepase - koh pH7.9, 3 mM EDTA, 10%甘油，150 mM乙酸钾，1.5 mM MgCl) 2倍CPV中₂，0.1％NP-40，1mM的DTT，和蛋白酶抑制剂）。不溶性沉淀物的染色质（P2）由通过使笔15通过在冰上26号注射器针头均质晶核制备接着高速离心以15,000×g的30分钟，在4℃。将上清液（S2：核裂解物）通过高速离心以20,000在4×澄清克15分钟℃。P2重新悬浮于100μl，盐酸0.2 M，冰上孵育10分钟。加入20中和pH后μl为1.5 M Tris-HCl (pH 8.8)，上清液在4℃，20000×g高速离心15 min，作为染色质馏分(S3)(补充图)4)。

2.6。印迹

全细胞裂解物的Western印迹准备。收获的细胞重悬于2×CPV细胞裂解缓冲液（细胞沉淀体积）（PBS中的1％NP-40，1％的Triton X100，和10％甘油）中并在4℃下孵育15分钟。在4℃下16,000g离心10分钟离心后，将上清液用作全细胞裂解物。

细胞裂解物（10-100μg)在sds -凝胶中分离，蛋白质转移到膜上。用5%脱脂奶粉在TBST中封闭后，用一抗孵育膜。在x光片上用ECL (Bio-Rad)采集信号。使用的一种抗体是抗XPF抗体(Thermo Scientific公司的XPF Ab-1克隆219)、抗ape抗体(Novus Biologicals公司的NB100-116)、抗h2ax抗体(Bethyl Laboratories公司的A300-083A)、抗tubulin抗体(GT114, GeneTex)、抗gapdh抗体(GT239, GeneTex)和抗lamin B抗体(PA5-32474, Thermo Fisher Scientific公司)。

2.7。统计分析

分别进行3次独立实验，结果以平均值和标准差表示。统计显著性是由一个未配对的双尾学生的t-测试。一个P-值<0.05为差异有统计学意义。

3.结果

3.1。xpf缺陷细胞对吉西他滨敏感

DNA修复缺陷的中国仓鼠卵巢（CHO）细胞系用于研究DNA修复机制。UV41和UV135 UV是敏感的突变体是核苷酸切除修复（NER）有缺陷的。XPF使NER期间5'-切口对DNA损伤被失活在UV41，和XPG，使一个3'-切口对DNA损伤在UV135被失活。我们研究吉西他滨的细胞敏感性在UV41。我们，与其它基团一起，以前表明，XPF（与ERCC1的配合物）除去在氧化性DNA损伤和喜树碱诱导的DNA损伤[修复3'-封闭端部和参与19- - - - - -21]。此活动是XPF(和ERCC1)独有的，不与其他NER因素共享。“掩蔽链”在引物端附近留下一个dFdCMP核苷酸，DNA聚合酶的外切酶活性不能将dFdCMP从引物端去除。结果引物的3 '端被dFdCMP阻断。因此，XPF是移除dfdcmp阻塞的3 '端的一个很好的候选对象。如图所示1(一)，UV41是吉西他滨和野生型人XPF基因在UV41（表达补充图敏感1)[12[恢复了对吉西他滨的耐药性(UV41在6.4 nM处的存活率:vector组为0.163±0.036,XPF组为0.52±0.021)。此外，UV41中endo-/exonuclease灭活XPF (XPF- da)的表达[12未能拯救显型(图)1(一);0.52±0.021对UV41与XPF和UV41与XPF（DA）0.179±0.041，P <0.01）：在6.4 nM的吉西他滨存活分数。这些数据强烈暗示该XPF参与的吉西他滨诱导的DNA损伤的处理。所述XPF基因的的BxPC3（胰腺癌细胞系，图中的抑制1 (c)，幸存的分数为1.6μM吉西他滨:BxPC3为0.089±0.01,xpf抑制BxPC3为0.041±0.023,p<0.05)， HeLa(宫颈癌细胞株，图2，吉西他滨在50 nM处的存活率:HeLa为0.081±0.01,xpf抑制HeLa为0.018±0.02,p<0.01)， HCT116(结肠癌细胞系，补充图3 b在125nM的吉西他滨存活分数：0.631±0.022对HCT116和XPF-灭活HCT116 g4-10 0.109±0.043，<0.01）也致敏的细胞对吉西他滨，证实在吉西他滨诱导的DNA损伤的修复XPF的作用。

XPF是NER因素之一。由于dFdCMP可与双链DNA结合，NER可能负责切除该病变。有趣的是，xpg缺乏的UV135也显示出对吉西他滨的中度敏感性(图)1 (b)，在6.4 nM的吉西他滨存活分数：0.848±0.038 AA8和UV135 0.681±0.025，P <0.05）。结果表明，净入学率贡献的吉西他滨诱导的DNA损伤的修复。

3.2。XPF和APE在相同的DNA修复途径功能修复吉西他滨诱导的DNA损伤

XPF失活使细胞对ROS敏感，强烈暗示XPF- ercc1在SSB中的作用[19]。APE是SSB修复中主要的DNA修复因子之一[22]。siRNA对HeLa细胞中APE的抑制(图)2，吉西他滨在50 nM处存活率:siControl的HeLa为0.081±0.01,siAPE的HeLa为0.032±0.011,p<0.05)证实了之前的报道，APE也参与了吉西他滨诱导的DNA损伤的修复[23]。为了检查和XPF APE之间的亲缘关系，既XPF和APE中通过siRNA在HeLa细胞中抑制和吉西他滨的细胞敏感性进行了研究。XPF的抑制导致丝裂霉素C（MMC）灵敏度（补充图2)。在HeLa细胞中XPF和APE的共抑制导致了类似的细胞敏感性对吉西他滨与每个单个基因的抑制的敏感性（图2,补充图2 b)。我们还获得使用失配repair-（MMR-）缺陷型结肠癌细胞系，HCT116（补充图相似的结果3 b)。利用HCT116的shRNA组成性抑制的APE，通过CRISPR/Cas9生成XPF突变体(补充图)3 c)。猿猴抑制HCT116的XPF失活没有改变细胞对吉西他滨的敏感性。我们认为XPF和APE在修复吉西他滨引起的DNA损伤中具有遗传上位性。

3.3。吉西他滨治疗后XPF在染色质上的吸收依赖于APE

要了解的吉西他滨诱导的DNA损伤修复的机制，我们吉西他滨治疗后调查XPF招募到染色质。吉西他滨治疗诱导XPF对HCT116染色质的积聚，而吉西他滨并没有改变染色质结合的APE的量（图3.,补充图5)。XPF的这一招聘APE抑制HCT116是显著减少（图3.)。该数据有力地表明，XPF被招募到APE的作用后生成的DNA修复中间体。

3.4。BRCA2需要吉西他滨的细胞毒性

未修复的单链断裂的下一轮DNA复制后转换为双链断裂（DSB的）。因此，在同源重组（HR）的缺陷有望使细胞对吉西他滨。然而，以前的报道表明，同源重组（HR）确实需要吉西他滨的细胞毒性[24,25]。我们检测了吉西他滨在brca2缺陷卵巢癌细胞株PE01及其brca2逆转体PE01(C4-2)中的敏感性。PE01(C4-2)是brca2突变的PE01长期暴露于顺铂获得的PARP抑制剂交叉耐药克隆之一。在PE01中BRCA2恢复，HR完全活跃(C4-2) [26（补充图6A和6B)。我们的数据表明，BRCA2缺陷PE01是吉西他滨的抗性，相比于BRCA2-恢复，HR活性PE01（C4-2）（图图4（a）在5 nM时，吉西他滨:PE01为0.029±0.009,PE01为0.015±0.001 (C4-2)， p< 0.05)。我们使用brca2缺乏的胰腺癌细胞株CAPAN1及其brca2 -可逆因子CAPAN1(C2-1)也得到了类似的结果(图)图4（b）在5nM的吉西他滨存活分数：0.229±0.011对CAPAN1和CAPAN1（C2-1）0.091±0.011，P <0.05，且在25 nM的吉西他滨：0.051±0.011对CAPAN1和CAPAN1 0.013±0.009（C2-1）中，p <0.05）。CAPAN1（C2-1）用长期暴露于顺铂后选择顺铂耐药CAPAN1分离为BRCA2-回复体中的一个。这证实了BRCA2基因还原和HR活性恢复[27)(补充图6C)。这些数据清楚地表明，在吉西他滨诱导的细胞死亡中，BRCA2(即HR)是必需的。

4.讨论

吉西他滨的疗效因人而异。获得性耐药的出现也是吉西他滨治疗的一个关键问题。吉西他滨内在和获得性耐药是由吉西他滨代谢基因表达水平、肿瘤微环境以及吉西他滨致DNA损伤的DNA修复活性状态等多种因素引起的。因此，了解每个因子/通路的机制，了解它们如何影响吉西他滨的细胞毒性，以及不同因子/通路如何相互作用来增强或降低吉西他滨的疗效，对于开发更有效的治疗方案是必要的。在本报告中，我们发现失活XPF或APE可使细胞对吉西他滨敏感，这两种DNA修复因子在消除吉西他滨诱导的DNA损伤方面作用相同。有趣的是，吉西他滨诱导的XPF的补充依赖于APE，但在没有XPF的情况下，染色质上的APE数量没有变化。这些数据暗示XPF- ercc1在APE的下游发挥作用，XPF可能被招募到APE作用后产生的DNA修复中间体中。在使用的条件下，我们没有检测到吉西他滨诱导的类人猿补充。在没有DNA损伤的情况下，与染色质结合的类人猿可能掩盖了吉西他滨对类人猿的招募。

吉西他滨可以通过两种不同的方式抑制DNA复制(补充图7)。DFdCMP在引物延伸过程中被DNA聚合酶引入。dFdCMP在引物3 '端或附近的存在抑制引物延伸反应，留下一个SSB。引物充分延伸时[5,6，含有dFdCMP的链作为下一轮DNA复制的模板，dFdCMP在模板块DNA链延长反应中[7]。我们的研究结果表明，在dFdCMP引物端可以通过XPF-ERCC1连同APE（图中移除1和2)。此外，我们的结果显示xpg缺乏的UV135细胞对吉西他滨中等敏感(图)1 (b))。也有研究表明核苷类似物是NER的底物[28]。因此，模板中的dFdCMP将被NER删除。值得注意的是，XPG在核苷酸切除修复之外发挥了额外的作用。XPG相互作用并刺激DNA糖化酶NTH1，从而起到碱基切除修复的调节作用[29- - - - - -31]。NTH1去除各种氧化性DNA损伤，包括胸腺嘧啶乙二醇。虽然没有NTH1对DNA中dFdC活性的报道，但我们不能排除XPG协同NTH1去除DNA中dFdC的可能性。因此，虽然我们的结果在图中1 (b)牵连该NER有助于的吉西他滨诱导的DNA损伤的修复，与其他NER突变体如XP-A的细胞系附加实验都必须确认此活性。DFdCMP在模板也可以通过跨损伤DNA合成（TLS）通过DNA聚合酶ETA（POLH）绕过7]。这三个途径可能影响吉西他滨的细胞毒性（因此功效）;因此，基因的鉴定因素影响这些途径是必需的/用于与个体患者吉西他滨的潜在效力的更好的评估。

一个MMR-缺乏对吉西他滨的不良影响。HCT116即MMR缺陷表现出更多的阻力，以吉西他滨相比，MMR-恢复HCT116 [32]。mmr缺乏的HCT116中吉西他滨耐药可能与O的mmr依赖细胞毒性机制类似⁶甲基鸟嘌呤[33,34，但是具体的机制还不清楚。然而，我们的结果表明，失活XPF(或APE)可使mmri缺陷的HCT116细胞对吉西他滨敏感。当使用吉西他滨时，XPF(和APE)介导的修复通路可能是mmr缺乏患者的潜在靶点。

我们的结果和其他人的报告发现，BRCA2(以及可能涉及HR的其他基因)是吉西他滨的细胞毒性所必需的[24,25]。BRCA2缺陷细胞是相比于BRCA2-恢复细胞吉西他滨治疗的抗性（图4)。这种现象的机理尚不清楚;然而，在有dFdCMP和/或dFdCTP存在的情况下，在brca2介导的HR过程中产生的DNA中间结构，如HR过程中的DNA聚合步骤，可能会被稳定下来并不能得到适当的处理。在没有HR的情况下，与吉西他滨相关的DSB可能通过一种不参与长时间DNA合成的DSB修复途径进行修复，如选择性的非同源端连接。因为有一组胰腺癌患者存在HR缺陷[35,36而吉西他滨作为大多数胰腺癌患者的主要药物，在治疗前应仔细评估每位患者HR活动的状态。

我们的结果表明，DNA修复活性对吉西他滨的疗效有很大影响。影响XPF(和APE)介导的修复通路的DNA修复基因，以及调节吉西他滨细胞毒性的另一条DNA修复通路的鉴定正在进行中。在个体化医疗的时代，我们也应该开发一种方法来评估患者样本中的这些DNA修复活动，正确评估吉西他滨的潜在疗效。

数据可用性

支持这一研究结果的数据是文章和它的补充资料中提供。

利益冲突

作者宣称，有兴趣就本文发表任何冲突。

致谢

我们感谢敏康谷口博士（东海大学，日本）对卵巢癌细胞系PE01和PE01（C4-2）和胰腺癌细胞系CAPAN1和CAPAN1（C2-1）和基肖尔K. Bhakat博士（遗传学系，结肠癌细胞系HCT116和HCT116形状细胞生物学和解剖学在内布拉斯加大学医学中心）。我们也感谢两位普利学院暑期大学生研究计划的学生，杰奎琳·佩克（克赖顿大学，奥马哈，NE）和安东尼·洛伊德（黑廷斯拼贴，黑廷斯，NE）在一些实验中他们的技术贡献。这项工作部分由来自美国国家癌症研究所的弗雷德＆帕梅拉巴菲特癌症中心支援津贴奖励下不支持。P30 CA036727。

补充材料

补充图1：野生型人XPF并在CHO细胞UV41核酸内切酶缺陷的人XPF（DA）的表达。补充图2：在XPF-抑制细胞中的DNA修复缺陷表型的确认。补充图3：XPF缺陷HCT116细胞的基本表征。补充图4：细胞裂解物的生化分馏。补充图5：吉西他滨对APE招募到染色质的影响。补充图6：BRCA2缺陷的细胞和它们的HR-恢复回复体表征。补充图7：除去吉西他滨诱导的DNA损伤的提出的机理。补充表1：用每个实验的标准差存活分数的列表。(补充材料)

参考

1. A.伯格曼和G.彼得斯，“吉西他滨。行动和抵抗机制，”在癌症药物的发现和开发:脱氧核苷类似物在癌症治疗中的应用，第225-251，Humana公司新闻公司，Totawa，NJ，USA，2006年。查看在：谷歌学术
2. J. R. Kroep，G. J.彼得斯和R. A. Nagourney，“吉西他滨作为单一试剂及联合的临床活性，”在癌症药物的发现和开发:脱氧核苷类似物在癌症治疗中的应用，G. J.彼得斯，编，Humana出版社有限公司，Totawa，NJ，USA，2006年。查看在：谷歌学术
3. L.德索萨卡瓦尔坎特和G.蒙泰罗，“吉西他滨：代谢和动作，敏感性和耐药胰腺癌的分子机制，”欧洲药理学杂志卷。741，第8-16，2014。查看在：出版商的网站|谷歌学术
4. V.甘地，J. Legha，F.陈，L. W.赫特尔，和W.宾吉，“2' 切除，2'-二氟（吉西他滨）从DNA单磷酸残基，”癌症研究卷。56，没有。19，第4453-4459，1996。查看在：谷歌学术
5. 姜，R. J. Hickey, W. Abdel-Aziz, L. H. Malkas，“吉西他滨和araC对体外由人类乳腺细胞DNA合成介导的DNA合成的影响，”癌症化疗和药理学第45卷，no。4, 320 - 328,2000。查看在：出版商的网站|谷歌学术
6. “利用DNA聚合酶将吉西他滨和阿糖胞苷合并到DNA中”β和连接酶III / XRCC1，”生物化学卷。49，没有。23，第4833-4840，2010。查看在：出版商的网站|谷歌学术
7. 陈玉文，Cleaver, F. Hanaoka, C. F. Chang, K. M. Chou，“DNA聚合酶eta在调节细胞对化疗药物敏感性中的新作用，”分子癌症研究，第4卷，第257-265页，2006。查看在：谷歌学术
8. s.q. Gregg, a.r. Robinson，和l.j. Niedernhofer，“ERCC1-XPF DNA修复内切酶缺陷的生理后果，”DNA修复卷。10，没有。7，第781-791，2011。查看在：出版商的网站|谷歌学术
9. M. Manandhar, K. S. Boulware, R. D. Wood，“ERCC1和ERCC4 (XPF)基因和基因产物，”基因，第569卷，no。2，第153-161页，2015。查看在：出版商的网站|谷歌学术
10. E. M.麦克尼尔和D. W. Melton的，“DNA修复内切核酸酶ERCC1-XPF作为新的治疗靶标，以克服在癌症治疗中化学抗性，”核酸的研究第40卷，no。20，第9990-10004页，2012。查看在：出版商的网站|谷歌学术
11. U. B. Abdullah, J. F. McGouran, S. Brolih等人，“RPA激活XPF-ERCC1内切酶，启动DNA链间交联的处理。”EMBO杂志卷。36，没有。14，第2047年至2060年，2017年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
12. L. A.费舍尔，M.别所，和T.别所，“补骨脂素DNA的加工链间交联通过XPF-ERCC1体外复杂，”生物化学杂志，第283卷，no。3，第1275-1281页，2008。查看在：出版商的网站|谷歌学术
13. D. Klein Douwel, R. A. C. M. Boonen, D. T. Long等人，“XPF-ERCC1与FANCD2和FANCP/SLX4合作，在dna链间交联中起作用。”分子细胞第54卷，no。3，第460-471页，2014。查看在：出版商的网站|谷歌学术
14. D. Klein Douwel, W. S. Hoogenboom, R. a.c. M. Boonen，和P. Knipscheer，“招募和定位决定了XPF-ERCC1内切酶在链间交联修复中的具体作用。”EMBO杂志卷。36，没有。14，第二零三四年至2046年，2017年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
15. A. T. Wang, B. Sengerova, E. Cattell等，“人类SNM1a和XPF-ERCC1合作启动DNA链间交联修复，”基因与发育卷。25，没有。17，第1859至1870年，2011。查看在：出版商的网站|谷歌学术
16. A. Z.铝米纳维，N.萨利赫-gohari和T. Helleday，“是必需的ERCC1 / XPF核酸内切酶为高效的单链退火和在哺乳动物细胞中基因转换，”核酸的研究卷。36，没有。1，第1-9，2008年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
17. T. A. Motycka，T.别所，S。M.邮政，P.宋，和A. E.汤姆金森，“物理和XPF / ERCC1之间的功能性相互作用内切酶和hRad52，”生物化学杂志卷。279，没有。14，第13634-13639，2004年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
18. N. Bennardo，A.澄，黄N.和J. M.斯塔克，“另类NHEJ是哺乳动物染色体断裂修复的机制上不同的途径，”公共科学图书馆·遗传学卷。4，没有。6，文章ID e1000110，2008。查看在：出版商的网站|谷歌学术
19. L. A.费舍尔，L.大力士和T.别所，“活性氧的去除物种诱导3′-被XPF-ERCC1阻塞的末端，"化学毒理学研究卷。24，没有。11，页。1876年至1881年，2011。查看在：出版商的网站|谷歌学术
20. Y.-W。Zhang, M. Regairaz, J. A. Seiler, K. K. Agama, J. H. Doroshow，和Y. Pommier，“聚(adp -核糖)聚合酶和XPF-ERCC1参与不同途径修复拓扑异构酶i诱导的哺乳动物细胞DNA损伤，”核酸的研究卷。39，没有。9，第3607-3620，2011。查看在：出版商的网站|谷歌学术
21. C. Takahata, Y. Masuda, A. Takedachi, K. Tanaka, S. Iwai, I. Kuraoka，“ERCC1-XPF参与Top1-DNA损伤复合物的DNA修复的修复合成步骤”致癌卷。36，没有。8，第841-851，2015。查看在：出版商的网站|谷歌学术
22. K. W. Caldecott，《单链断裂修复与遗传疾病》，自然遗传学评论卷。9，没有。8，第619-631，2008。查看在：出版商的网站|谷歌学术
23. J. P.刘，K. L. Weatherdon，V.斯卡尔斯基和D. W.赫德利，“上APE / REF-1在胰腺癌细胞核酸内切酶的活性，以及​​反义寡核苷酸的治疗潜力的吉西他滨的作用，”英国癌症杂志第91卷第1期2004年，第1166-1173页。查看在：出版商的网站|谷歌学术
24. M. M.林，S. A.那根，J. J.艾克罗伊德和D. S. Shewach，“药物代谢和同源重组修复与吉西他滨的放射增敏，”辐射研究杂志第183卷，no。1, 2015年第114-123页。查看在：出版商的网站|谷歌学术
25. R. M.琼斯，P. Kotsantis，G. S.斯图尔特，P.格罗斯和E.彼得曼，“BRCA2和RAD51促进响应于吉西他滨双链断裂形成和细胞死亡，”分子癌症治疗卷。13，没有。10，第2412-2421，2014。查看在：出版商的网站|谷歌学术
26. W.酒井，E. M. Swisher的，C. Jacquemont等人，“通过在BRCA2突变的卵巢癌二次BRCA2基因突变BRCA2蛋白的功能恢复，”癌症研究卷。69，没有。16，第6381-6386，2009。查看在：出版商的网站|谷歌学术
27. 酒井，E. M. Swisher, B. Y. Karlan等，" brca2突变癌症顺铂耐药的二次突变机制"，自然，第451卷，no。7182，第1116-1120页，2008。查看在：出版商的网站|谷歌学术
28. N. Buschta-希达亚特，T. Buterin，M. T.赫斯，M. Missura和H. Naegeli，“DNA的核苷酸切除修复期间nonhybridizing碱基对的识别，”美国国家科学院院刊，第96卷，第6090-6095页，1999年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
29. 核苷酸切除修复3'内切酶XPG刺激碱基切除修复酶胸腺二醇DNA糖苷酶的活性。核酸的研究第27卷第2期4, 1999年第979-983页。查看在：出版商的网站|谷歌学术
30. A. Klungland，M.胡斯，D.的gunz等人，“由XPG蛋白活化的氧化性DNA损伤碱基切除修复，”分子细胞卷。3，没有。1，第33-42，1999年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
31. 谢勒，“XPG的产物和生物作用”，台北实验医学和生物学的进展，第637卷，第83-92页，2008。查看在：谷歌学术
32. B. W. Robinson, M. M. Im, M. Ljungman, F. Praz和D. S. Shewach，“在错配修复缺陷的HCT116细胞中使用吉西他滨增强辐射敏感性，”癌症研究卷。63，没有。20，第6935-6941，2003。查看在：谷歌学术
33. J. Y. J. Wang和W. Edelmann，“错配修复蛋白作为烷基化DNA损伤的传感器”，癌症细胞卷。9，没有。6，第417-418，2006年。查看在：出版商的网站|谷歌学术
34. S. J.纽约和P. Modrich，“不匹配在人类核提取物不可挽回的O6甲基鸟嘌呤损伤修复相关的迭代切除”生物化学杂志，第281卷，no。32，第22674-22683页，2006。查看在：出版商的网站|谷歌学术
35. 《家族性胰腺癌:基因进步》，基因与发育卷。28，没有。1，第1-7，2014。查看在：出版商的网站|谷歌学术
36. A. K. Witkiewicz, E. A. McMillan, U. Balaji等，“胰腺癌的全外显子组测序确定遗传多样性和治疗靶点，”自然通讯卷。6，产品编号6744，2015年。查看在：谷歌学术

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