脂肪源性间质血管碎片(SVF)是自体细胞移植的有效来源。然而,svf的质量和数量取决于患者的年龄、并发症等因素。在这项研究中,我们开发了一种通过外科手术重复增加细胞数量和提高脂肪衍生svf质量的方法,我们称之为“伤口修复启动”。取BALB/c小鼠腹股沟区皮下脂肪,切碎脂肪实质(损伤),结扎皮下脂肪喂养动脉(缺血)。启动后0、1、3、5或7天分离svf。通过对差异表达基因进行微阵列分析和通路分析,检测引物svf的基因表达水平。采用流式细胞仪分析启动后svf细胞组成的变化。将SVFs移植到同系缺血后肢,观察其血管生成和再生潜能。采用激光多普勒血流灌注仪测量后肢血流,缺血组织CD31染色量化毛细血管密度。分别用荧光免疫染色和Western blotting检测svf中HIF-1 α和VEGF-A合成的稳定性。 As a result, the number of SVFs per fat weight was increased significantly on day 7 after priming. Among the differentially expressed genes were innate immunity-related signals on both days 1 and 3 after priming. In primed SVFs, the CD45-positive blood mononuclear cell fraction decreased, and the CD31-CD45-double negative mesenchymal cell fraction increased on day 7. The F4/80-positive macrophage fraction was increased on days 1 and 7 after priming. There was a serial decrease in the mesenchymal-gated CD34-positive adipose progenitor fraction and mesenchymal-gated CD140A-positive/CD9-positive preadipocyte fraction on days 1 and 3. Transplantation of primed SVFs resulted in increased capillary density and augmented blood flow, improving regeneration of the ischemic limbs. HIF-1 alpha was stabilized in the primed cutaneous fat
脂肪基质血管组分(SVF)是一种来源于脂肪组织酶消化的细胞群[ 在这里,我们证明了脂肪组织的外科治疗可重复增加和重组脂肪来源的svf。我们将这种现象称为“伤口修复底漆”,并开发了一种新的方法,可重复获得数量更多、质量更好的svf。在缺血肢体再生过程中,激活SVFs不仅能增加细胞数量,还能增强血管生成能力。损伤相关的刺激和缺血都是启动的必要条件,免疫细胞通过异质细胞间的通信也参与其中。在小鼠肢体缺血模型中,我们研究了启动SVFs比未启动SVFs促进血管生成和再生的表现。
所有动物实验都遵守“Dokkyo医科大学动物实验指南”,尽一切努力减少动物数量和痛苦。9-12周的近交系雄性BALB/c小鼠(CLEA Japan, Inc., Shizuoka, Japan)腹腔注射90mg /kg盐酸氯胺酮(Ketalar;Daiichi Sankyo proarma Co., Ltd,东京,日本)和10mg /kg盐酸氧lazine (Celactal;拜耳Yakuhin有限公司,日本大阪)。SVFs从BALB/c小鼠腹股沟皮下脂肪中分离出来,并移植到同系肢体缺血模型中,如前所述[ 在一个初步实验中,我们观察到,当一只老鼠因与同窝的老鼠打架而皮肤受伤时,svf的数量会急剧增加(数据未显示)。当我们将接受同种小鼠缺血肢体皮肤损伤的供体小鼠的SVFs(调整到相同数量)移植到同系小鼠的缺血肢体时,血管生成能力大大增强(数据未显示)。我们发现,损伤小鼠的svf移植比未损伤小鼠的血流恢复快得多。因此,我们假设脂肪组织损伤显著增加svf的数量和质量。 然后,我们设计了本研究以在受控条件下再现这种现象并研究潜在的机制。分离SVF的几天后,脂肪组织在手术损坏。基于以下手段:灭菌的脂肪疗法(损伤),脱皮脂肪饲喂动脉(缺血),以及两种(损伤+缺血组),将初步模型分为3组。还使用了一种假手术组,其接受表皮的切割和缝合,但对脂肪组织没有外科损伤。
从近交BALB/c小鼠中分离出SVFs,采用创伤修复启动(仅损伤、仅缺血和损伤+缺血)或假手术(非启动SVFs),如前所述[
使用苯酚-氯仿萃取(RNAiso Plus,Takara Bio Inc.,Shiga,日本)在启动程序后从SVF中纯化总RNA。为进行比较,取三个时间点(术后0、1或3天)。每个时间点使用三只小鼠进行统计分析。确认RNA质量后(2100 Bioanalyzer,安捷伦科技公司,美国加利福尼亚州圣克拉拉市),通过微阵列分析(Affymetrix基因芯片表达阵列,Mouse430_2,Thermo Fisher Scientific,Inc.,马萨诸塞州沃尔瑟姆市)测量基因表达水平。使用Affymetrix转录组分析控制台(TAC,Ver3.1.0.5)软件选择差异表达基因。筛选标准如下:(1)表达率小于一半或大于两倍,以及(2)表达率
分离有或没有引物的svf,用增溶剂(7m尿素,2m硫脲,4% CHAPS, Thermo Fisher)使全细胞蛋白变性。使用Bradford蛋白检测试剂盒(Bio-Rad Laboratories, Inc, Hercules, CA, USA)和平板阅读器(Infinite F200 PRO, Tecan, Zurich, Switzerland)测定蛋白浓度。蛋白随后在十二烷酰硫酸锂(NuPAGE样品缓冲液,Thermo Fisher Scientific, Inc, Waltham, MA, USA)中稀释为2 mg/mL,并在50 mM二硫苏糖醇中还原。缠绕的基因组DNA在4°C下通过脉冲超声剪切30分钟(Bioruptor®II, Sonic Bio Inc.,神奈川,日本)。蛋白质在12%十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶中进行电泳,然后湿转移到PVDF膜(默克密理pore, Billerica, MA, USA)。用2%脱脂牛奶TBST (Tris/HCl pH 7.4, 150 mM NaCl, 0.1% Tween 20)阻断后,用VEGF-A抗体(#AB1876-I,默克Millipore)或GAPDH抗体(#5174,Cell Signaling Technology, Danvers, MA, USA)在4°C孵育过夜。用TBST去除非特异性结合,使用辣根过氧化物酶结合的二抗(#7074,Cell Signaling Technology)和发光反应(#WSE-7120或7110,Atto, Tokyo, Japan)观察蛋白-抗体复合物。图像由CCD相机(LuminoGraph I, Atto)拍摄。
从小鼠腹股沟区制备的皮下脂肪在启动(损伤+缺血)后第1、3和7天取样。将这些样品切碎成小块,并用胶原酶在磷酸盐缓冲盐水(PBS)中消化,其中含有Ca 流式细胞术用于确定SVF的细胞表面标记物表达[
小鼠结扎右侧髂外动脉和后肢静脉造成右后肢缺血[
术后第0天(1天内),使用激光多普勒血流灌注成像仪(PeriScan PIM III;Perimed AB,斯德哥尔摩,瑞典)分析后肢血流 第3、7和14天。成像前使用脱毛膏去除多余的四肢毛发。将小鼠置于38°C的加热板上,以最小化成像期间的温度变化。在扫描图像上计算血液灌注,作为灌注单位(PU)和缺血区的一系列变化(右)各组间比较后肢。还评估对侧非缺血(左)后肢血液灌注的变化,以避免环境光照和温度导致的变化偏差。
石蜡包埋的部分(5
数据如下所示:
我们计算手术治疗(损伤+缺血)SVF的细胞数,以评估创伤修复启动的影响。启动SVF的活细胞数在第7天比基线增加,而非启动SVF的活细胞数在第1、3或7天没有变化。启动SVF的总活细胞数是基线的1.72倍(
为了从生物学角度了解SVF引物,我们进行了微阵列和通路分析。我们比较了启动svf和未启动svf的基因表达谱(即启动后第1天或第3天vs. 0天)。典型通路分析清楚地强调了先天免疫相关信号,如髓系细胞上表达的触发受体(TREM),与急性期反应相关的基因,以及启动后第1天和第3天toll样受体信号(图) 皮肤脂肪中HIF-1α的稳定化(有无手术治疗) 启动后SVF细胞成分的变化。启动(损伤+缺血)和非启动SVF表面抗原的流式细胞术分析。(a)启动后第1、3和7天CD45阳性单核细胞(左)和CD31-CD45双阴性(右)间充质细胞组分。(b)图中显示了CD45阳性和CD31-CD45-双阴性细胞的散点图。请注意,在启动后第7天,启动的SVF和非启动的SVF明显分离。(c)启动后第1、3和7天,间充质门控CD34阳性脂肪祖细胞、间充质门控CD140A阳性/CD9高前脂肪细胞或间充质门控CD140A阳性/CD9低前纤维母细胞。(d)在启动后第1、3和7天,F4/80阳性巨噬细胞、F4/80阳性/CD11c阳性/CD206阴性M1巨噬细胞和F4/80阳性/CD11c阴性/CD206阳性M2巨噬细胞。 在肢体缺血时,手术损伤和缺血相结合对有效的血流恢复是必要的。注射启动svf后血流恢复。(a)具有代表性的激光多普勒血流灌注成像。与假手术组(无SVF移植)相比,单纯手术损伤组或单纯缺血组在SVF注射后第3、7和14天的血流恢复没有改善。而损伤+缺血组则能有效恢复血流量。(b)定量评估血液灌注的一系列变化。假手术组、单纯损伤组和单纯缺血组间血液灌注无明显差异。在注射后第7天和第14天,损伤+缺血组的血流灌注明显高于假手术组、单纯损伤组和单纯缺血组。(c)缺血(左)和非缺血(右)后肢的代表性外观。需要注意的是,经过损伤和缺血处理的缺血肢体几乎保持了完整的外观。 手术损伤和局部缺血相结合是肢体缺血时毛细血管生成的必要条件。CD31免疫组化染色显示血管新生。(a)缺血后肢肌肉中cd31阳性毛细血管的代表性显微镜图像。与假手术组(无SVF移植)相比,损伤+缺血组注射后第14天cd31阳性毛细血管密度增加。箭头表示后肢肌肉的毛细血管。 手术损伤和缺血联合诱导svf中VEGF-A蛋白合成。20
由于SVF由异质性细胞群组成,我们评估了CD45阳性单核细胞、CD31-CD45-双阴性间充质细胞的百分比[ 已知cd31 - cd45双阴性部分包括具有很大变异性的cd34阳性细胞,从3.5%开始[ F4/80阳性部分(巨噬细胞)的百分比为
为了量化启动SVFs的血管生成能力,我们将SVFs移植到同系后肢缺血小鼠体内。我们准备了四个不同的实验组来观察启动的必要因素。右侧髂外动脉结扎后(第0天),各组缺血后肢血液灌注明显低于对侧对照组后肢(图)
最后,我们通过测量毛细血管密度来确定svf的血管生成能力。数字
损伤组织释放影响修复和重塑的各种创伤相关因素[ 我们偶切地发现,在较严重的小鼠中,脂肪衍生的SVF在数量增加并且通过同工移植实验具有增强的血管生成能力。我们随后开发了一种再现这种现象的方法,并研究了其机制。SVFS的伤口修复引发需要两种外科手术:灭菌的薄膜(损伤)并连接皮下脂肪饲料动脉(缺血)。当缺乏一种(损伤或缺血)时,肢体缺血血管生成的增强有限。然而,在损伤和缺血的存在下,我们观察到缺血肢体的增强血管生成和再生。在引发后,SVF的细胞数增加,并且微阵列分析显示了基因表达谱的显着变化。此后,我们进行后续实验来阐明伤口修复引发的分子和细胞基础。微阵列数据清楚地表明了先天免疫信号的广泛上调,表明急性炎症反应的参与。损伤相关的分子图案是一种可能的触发,诱导炎症反应[ 在本研究中,流式细胞术分析表明,启动SVF的细胞成分随时间而变化。启动后,CD45阳性单核细胞分数减少,但CD31-CD45双阴性间充质细胞分数在第7天增加(图 人类脂肪衍生svf的处理已经实现了血管生成治疗的自动化,脂肪衍生svf的自体移植现在可以在各种临床环境中进行。然而,对单个细胞数量和质量变化的担忧仍然是一个未解决的问题。虽然我们提供了一个独特的概念,称为“伤口修复启动”,并产生了一个可复制的手术程序,采用这种方法对人类是不太可能的。在未来,启动程序应该被化学或药理学方法取代,其效果相当于外科启动。例如,激发先天免疫信号的化合物将是一个很有前途的选择。这种化学或药理学启动可能有助于发展可靠和有效的血管生成治疗缺血性心血管疾病,如严重肢体缺血。
手术灌注损伤+脂肪组织缺血可增加脂肪来源SVFs的细胞数量和质量。在伤口修复过程中,经过预处理的svf能迅速重组其细胞成分。在缺血组织中,居住基质细胞和动员免疫细胞协同实现有效的血管生成。
本研究获得的微阵列数据已保存在基因表达集(登录号:GSE 134613)中。其他用于支持本研究发现的数据可根据要求从通讯作者处获得。
作者声明他们没有利益冲突。
Kishimoto S和Inoue K同样地贡献了这项工作。
我们感谢N.Ohshima女士(Dokkyo医科大学研究合作与支持中心)、H.Hirata先生、Y.Machida先生和M.Terada博士(Dokkyo医科大学实验动物研究中心)以及S.Satoh女士(高级医学研究中心)这项研究得到了JSPS KAKENHI(授权号17K09559)的支持。